ThermoFisher TaqPath User Manual

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit

NOTICE D’UTILISATION

Test RT‑PCR multiplex en temps réel conçu pour la détection qualitative de l’acide nucléique du SARS‑CoV‑2

Référence catalogue A48067

Numéro de publication MAN0019244 Révision E .0

Pour diagnostic in vitro.

Life Technologies Corporation |

• Ajout de l’évaluation des performances cliniques.

1 mars 2021

15 juillet 2020

2 juin 2020

6055 Sunol Blvd | Pleasanton, CA 94566 USA

Pour obtenir une description des symboles figurant sur les étiquettes des produits ou sur les documents relatifs aux produits, visitez

thermofisher.com/symbols-definition.

Life Technologies Europe B.V. Kwartsweg 2, 2665 NN Bleiswijk The Netherlands

Le client est responsable de la conformité aux exigences réglementaires relatives à ses procédures et à l’utilisation de l’instrument.

Les informations contenues dans ce guide sont susceptibles d’être modifiées sans préavis.

CLAUSE DE NON-RESPONSABILITÉ

: DANS LA MESURE PERMISE PAR LA LOI, THERMO FISHER SCIENTIFIC INC. ET/OU SA OU SES FILIALE(S) NE SAURAIENT ÊTRE TENUES RESPONSABLES DE DOMMAGES SPÉCIAUX, ACCESSOIRES, INDIRECTS, PUNITIFS, MULTIPLES OU CONSÉCUTIFS LIÉS AU PRÉSENT DOCUMENT OU A SON USAGE OU EN RÉSULTANT.

Traduit de l’anglais, publication numéro MAN0019215 Rév. G.0.

Historique des révisions: Pub. n° MAN0019215 (

Révision Date Description

G.0

F.0

E.0

D.0

29 mars 2021

anglais)

• Suppression des informations importantes sur les licences couvrant les licences d’étiquette à usage limité.

• Mise à jour des sections Utilisation prévue, Description du produit, Limites du test et Réactivité (Inclusivité).

• Mise à jour de la section Contenu et conservation pour inclure le logiciel.

• Ajout de nouvelles options pour les plaques RT-PCR.

• Ajout d’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software v1.5 et d’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software v2.5.

• Suppression d’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software v1.3 et d’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software v2.3.

• Ajout de recommandations générales pour les laboratoires.

• Mise à jour des fichiers de modèle pour les instruments suivants :

– 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument – 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument avec SDS Software v1.5.1

• Mise à jour des instructions d’obtention du COVID‑19 Interpretive Software.

• Ajout d’une étape facultative permettant d’examiner la courbe d’amplification de chaque échantillon dans le COVID‑19 Interpretive Software.

• Mise à jour de la formulation de l’interprétation des résultats (Tableau 6 en page 62) et spécification que la valeur de Ct de MS2 peut être >32 si l’une des cibles virales est positive (Tableau 14 en page 71).

• Ajout de Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software v1.3 et Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software v2.3.

• Suppression de Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software v1.2, Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software v2.1 et Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software v2.2.

• Ajout de nouvelles consignes pour le prélèvement, le stockage, le conditionnement et l’expédition d’échantillons dans “Limites du test” en page 13.

• Ajout d’informations sur les limites de Ct (Annexe A, “Valeurs limites de Ct pour les cibles d’analyse”).

• Mise à jour des instructions pour sceller, vortexer et centrifuger les plaques RT-PCR.

• Ajout d’informations supplémentaires sur l’attribution de noms uniques aux puits de contrôles négatifs dans les plaques à 384 puits.

• Mise à jour des informations sur la réactivé (inclusivité) (page 66).

• Ajout d’informations supplémentaires sur les expériences de seuil de détection à “Seuil de détection (SDD)” en page 64.

• Suppression des instructions concernant l’homogénéisation du mélange en pipettant 10 fois par aspiration-refoulement lors de la préparation des plaques RT-PCR. Ajout d’instructions pour vortexer les plaques pendant 10 à 20 secondes afin de bien mélanger.

• Ajout d’instructions pour desceller et resceller une seule plaque d’extraction à la fois lors de la préparation des plaques RT-PCR à 384 puits.

• Mise à jour des instructions concernant la création d’un nom unique pour chaque puits de la plaque physique et non pas uniquement pour les puits avec un échantillon patient.

• Ajout de l’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument, bloc à 384 puits.

• Ajout du QuantStudio™ 5 Dx IVD Software pour l’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument.

D.0

Révision Date Description

(suite)

2 juin 2020

• Ajout du COVID‑19 Interpretive Software v2.2.

• Mise à jour concernant l’obligation d’effectuer un nouveau test pour les échantillons dont les résultats ne sont pas concluants.

C.0 1er mai 2020

• Mise à jour des types d’échantillons pour prendre en compte les échantillons prélevés dans les voies respiratoires supérieures (tels que les écouvillons nasopharyngés, oropharyngés, nasaux et du cornet nasal moyen, ainsi que les aspirations nasopharyngées) et les échantillons obtenus par lavage bronchoalvéolaire (LBA) (“Utilisation prévue” en page 7, “Limites du test” en page 13 et “Méthode” en page 14).

• Procédures ajoutées pour effectuer la RT-PCR avec les instruments suivants : Applied Biosystems™ 7500 Real‑Time PCR Instrument, Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instruments (bloc à 96 puits, 0,1 ml et bloc à 96 puits à 0,2 ml), Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument et QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument (bloc à 384 puits).

• Nouvelles versions de logiciel ajoutées : Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software v1.2 et Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software v2.1.

• Durée de conservation du TaqPath™ COVID‑19 Control Dilution Buffer changée de 9 à 12 mois.

• Mise à jour des consignes d’extraction de l’ARN (Chapitre 3, “Consignes pour l’ARN extrait de l’échantillon”).

• Mise à jour des exigences pour les contrôles en raison de l’ajout de plaques RT‑PCR temps réel à 384 puits (“Consignes relatives à la RT-PCR” en page 20).

• Ajout de plaques de réaction sans code‑barres en tant qu’option pour RT‑PCR temps réel (MicroAmp™ Fast Optical 96-Well Reaction Plate, 0.1 mL, MicroAmp™ Optical 96-Well Reaction Plate, 0.2 mL et MicroAmp™ Optical 384-Well Reaction Plate).

• Création de procédures distinctes pour préparer les réactions RT‑PCR en fonction du volume du prélèvement d’échantillons (≤ 200 μl ou > 200 μl) et de la plaque RT‑PCR (96 puits ou 384 puits), ainsi qu’ajout d’instructions spécifiques pour vortexer et centrifuger la plaque.

• Indication qu’un nouveau test doit être effectué sur l’échantillon d’origine (“Interprétation des résultats” en page 62).

• Mise à jour des exigences pour les contrôles dans l’interprétation des résultats, en raison de l’ajout de plaques RT‑PCR temps réel à 384 puits (“Interprétation des résultats” en page 62).

• Ajout de “Substances interférentes” en page 66.

• Suppression des références au COVID‑19 Interpretive Software v1.1.

B.0 27 mars 2020

A.0 24 mars 2020 Nouveau document.

• Correction de la description du phage MS2 de contrôle dans « Description du produit » de contrôle de l’ADN à contrôle de l’ARN.

• Description détaillée des informations de service et d’assistance technique disponibles à l’adresse

https://www.thermofisher.com/contactus dans « Assistance à la clientèle et support technique

».

• Modification de la durée de conservation du TaqPath™ COVID‑19 Control Dilution Buffer.

Informations importantes sur les licences: Ce produit peut être couvert par une ou plusieurs licences à usage limité. En utilisant ce produit, vous acceptez les conditions générales de toutes les licences à usage limité. MARQUES DE COMMERCE: Toutes les marques sont la propriété de Thermo Fisher Scientific et de ses filiales, sauf indication contraire. Nasacort est une marque de AVENTISUB LLC. Dymista est une marque de Meda Pharmaceuticals Inc. NeilMed et Nasogel sont des marques de NeilMed Products, Inc. Chloraseptic est une marque de Medtech Products Inc. Bactroban est une marque de GLAXOSMITHKLINE LLC. Similasan est une marque de Similasan AG Corporation Switzerland. Spectrum Solutions est une marque de Spectrum Solutions, LLC. Roche est une marque de Hoffmann-LaRoche, Inc. Cobas est une marque de Roche Diagnostics Operations, Inc. Illumina est une marque d’Illumina, Inc.

Sommaire

■

CHAPITRE 1 TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit - Informations

sur le produit ...................................................................................................... 7

Utilisation prévue ..................................................................................................................... 7

Description du produit ............................................................................................................. 8

Contenu et conservation ......................................................................................................... 8

Matériel requis non fourni ........................................................................................................ 9

Compatibilité des instruments et des logiciels ...................................................................... 11

Recommandations générales à l’attention des laboratoires ................................................. 12

Limites du test ....................................................................................................................... 13

Échantillons et contrôles ....................................................................................................... 14

Méthode ................................................................................................................................. 14

■

CHAPITRE 2 Avant de commencer ................................................................. 16

Avertissements et précautions .............................................................................................. 16

Prélèvement, transport et stockage d’échantillons ............................................................... 17

■

CHAPITRE 3 Consignes pour l’ARN extrait de l’échantillon ............................ 18

Volumes de prélèvement d’échantillon ................................................................................. 18

Consignes pour l’extraction d’ARN ....................................................................................... 18

Ajouter le MS2 Phage Control ............................................................................................... 19

■

CHAPITRE 4 Préparer les réactions RT-PCR .................................................. 20

Consignes relatives à la RT-PCR .......................................................................................... 20

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon ≤200 µl,

plaque de réaction à 96 puits) ........................................................................................... 21

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon ≤200 µl,

plaque de réaction à 384 puits) ......................................................................................... 23

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon >200 µl,

plaque de réaction à 96 puits) ........................................................................................... 26

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon >200 µl,

plaque de réaction à 384 puits) ......................................................................................... 28

4

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

■

CHAPITRE 5 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500

Fast Dx Real‑Time PCR Instrument ................................................................. 31

Calibration des fluorophores pour la série 7500 Real‑Time PCR Instrument ........................ 31

Transférer le fichier de modèle (SDT) pour le 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument ...... 31

Configurer et utiliser le 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument ......................................... 32

■

CHAPITRE 6 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500

Fast Real‑Time PCR Instrument ...................................................................... 34

Calibration des fluorophores pour la série 7500 Real‑Time PCR Instrument ........................ 34

Transférer le fichier de modèle (SDT ou EDT) pour le 7500 Fast Real‑Time

PCR Instrument .................................................................................................................. 35

Configurer et utiliser le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument (SDS Software v1.5.1) .......... 35

Configurer et utiliser le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument (7500 Software v2.3) ............ 37

■

CHAPITRE 7 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500

Real‑Time PCR Instrument .............................................................................. 40

Sommaire

Calibration des fluorophores pour la série 7500 Real‑Time PCR Instrument ........................ 40

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le 7500 Real‑Time PCR Instrument .................... 41

Configurer et utiliser le 7500 Real‑Time PCR Instrument ...................................................... 41

■

CHAPITRE 8 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™

QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument ................................................... 44

Calibration des fluorophores pour QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument .................. 44

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le QuantStudio™ 5 Real‑Time

PCR Instrument .................................................................................................................. 45

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument .................................... 45

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument .................................... 47

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

5

Sommaire

■

CHAPITRE 9 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™

■

CHAPITRE 10 Effectuer la RT‑PCR à l’aide de l’Applied Biosystems™

QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument .............................................. 50

Calibration des fluorophores pour QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument ............ 50

QuantStudio™ 5 Dx TD Software ........................................................................................... 51

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time

PCR Instrument (QuantStudio™ 5 Dx TD Software ) .................................................. 51

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument

(QuantStudio™ 5 Dx TD Software ) ............................................................................ 51

QuantStudio™ 5 Dx IVD Software .......................................................................................... 54

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time

PCR Instrument (QuantStudio™ 5 Dx IVD Software )................................................. 54

Installer un fichier de modèle dans le QuantStudio™ 5 Dx IVD Software ..................... 54

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument

(QuantStudio™ 5 Dx IVD Software ) ........................................................................... 55

QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument (bloc à 384 puits) ............... 56

Calibration des fluorophores pour QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument .......... 56

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour l’QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR

Instrument (bloc à 384 puits) ............................................................................................. 57

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument (bloc

à 384 puits) ........................................................................................................................ 57

■

CHAPITRE 11 Analyse et résultats .................................................................. 60

Obtenir l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software .......................................... 60

Analyser les données............................................................................................................. 60

Interprétation des résultats .................................................................................................... 62

■

CHAPITRE 12 Caractéristiques de performance ............................................. 64

Seuil de détection (SDD) ....................................................................................................... 64

Réactivité (Inclusivité) ............................................................................................................ 66

Substances interférentes ....................................................................................................... 66

Réactivité croisée .................................................................................................................. 68

Évaluation clinique ................................................................................................................. 69

Évaluation des performances cliniques ................................................................................. 70

■

ANNEXE A Valeurs limites de Ct pour les cibles d’analyse ............................. 72

■

ANNEXE B Documentation et support ............................................................ 73

Documentation connexe ....................................................................................................... 73

Assistance client et technique ............................................................................................... 73

Garantie limitée du produit .................................................................................................... 74

6

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

1

Utilisation prévue

Le TaqPath™ COVID 19 CE IVD RT PCR Kit contient les réactifs et les témoins pour un test de réaction en chaîne par polymérase en temps réel après transcription inverse (RT PCR) destiné à la détection qualitative d’acide nucléique du SARS CoV 2 dans des échantillons prélevés dans les voies respiratoires supérieures (à l’aide d’écouvillons nasopharyngés, oropharyngés, nasaux et du cornet nasal moyen, ainsi que par aspiration nasopharyngée), dans des échantillons obtenus par lavage bronchoalvéolaire (LBA) et dans des échantillons de salive chez des personnes suspectées de COVID 19. Pour usage diagnostique in vitro.

Les résultats sont destinés à l’identification de l’ARN du SARS-CoV-2. L’édition CE-IVD du logiciel Applied Biosystems™ COVID-19 Interpretive Software doit être utilisée pour l’interprétation des résultats générés par le test. L’ARN du SARS-CoV-2 est généralement détectable dans les échantillons prélevés dans les voies respiratoires supérieures, les échantillons obtenus par lavage bronchoalvéolaire (LBA) et les échantillons de salive pendant la phase aiguë de l’infection. Les résultats positifs indiquent la présence d’ARN de SARS-CoV-2 ; une corrélation clinique avec les antécédents du patient et les autres informations diagnostiques est nécessaire pour déterminer l’état d’infection du patient. Les résultats positifs n’excluent pas l’infection bactérienne ou la co-infection par d’autres virus. L’agent détecté peut ne pas être la cause véritable de la maladie. Les laboratoires peuvent être tenus de signaler tous les résultats positifs aux autorités sanitaires compétentes.

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD

RT‑PCR Kit - Informations sur le

produit

Les résultats négatifs n’excluent pas l’infection à SARS-CoV-2 et ne doivent pas être utilisés comme seule base pour les décisions de prise en charge des patients. Les résultats négatifs doivent être combinés aux observations cliniques, aux antécédents du patient et aux informations épidémiologiques.

Les tests avec le TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit sont destinés à être utilisés par du personnel de laboratoire clinique qualifié et formé spécifiquement aux techniques de PCR en temps réel et aux procédures de diagnostic in vitro.

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

7

1

Chapitre 1 TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit - Informations sur le produit

Description du produit

Le TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit comprend les composants suivants :

•

TaqPath™ COVID‑19 RT‑PCR Kit, 1 000 réactions

–

TaqPath™ COVID‑19 Assay Multiplex : tests multiplexés contenant trois ensembles amorce/sondes spécifiques à différentes régions génomiques du SARS-CoV-2 et amorces/sondes pour le bactériophage MS2.

–

MS2 Phage Control : ARN témoin permettant de vérifier l’efficacité de la préparation des échantillons et l’absence d’inhibiteurs dans la réaction PCR. Pour utiliser ce témoin, ajoutez le MS2 Phage Control aux échantillons avant l’extraction de l’ARN.

•

TaqPath™ COVID‑19 Control : ARN témoin contenant des cibles spécifiques aux régions génomiques du SARS-CoV-2 ciblées par les tests.

•

TaqPath™ COVID-19 Control Dilution Buffer — Tampon de dilution pour formuler le TaqPath™ COVID-19 Control.

•

TaqPath™ 1-Step Multiplex Master Mix (No ROX™) — Mélange de PCR prêt à l’emploi, y compris la polymérase, les dNTP et le tampon salin.

•

Notice : fournit les instructions et le lien permettant de télécharger les Instructions d’utilisation et le logiciel Applied Biosystems™ COVID-19 Interpretive Software.

Contenu et conservation

Tableau 1 TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit, 1 000 réactions (N Cat. A48067)

Composant Contenu Quantité

TaqPath™ COVID‑19 Assay Multiplex

TaqPath™ COVID‑19 RT‑PCR Kit

TaqPath™ COVID‑19 Control 10 tubes

TaqPath™ COVID‑19 Control Dilution Buffer 10 tubes 250 µl 100093291

TaqPath™ 1‑Step Multiplex Master Mix (No ROX™)

Applied Biosystems™ COVID-19 Interpretive Software CE-IVD Edition v1.5

Applied Biosystems™ COVID-19 Interpretive Software CE-IVD Edition v2.5

(Gene ORF1ab, N Protein, S Protein, MS2)

MS2 Phage Control 10 tubes 1 ml 100093312

1 tube

1 flacon 10 ml A48111

•

Volume par tube

ou flacon

1 500 µl

(1 000 réactions)

10 µl (1 x

104 copies/μl)

« Compatibilité des instruments et des logiciels » en page 11

« Obtenir l’Applied Biosystems™ COVID-19 Interpretive Software » en page 55

Numéro de

référence de

l’unité

100093311

100093314 ≤ –70 °C 12 mois

100098243

100098246

Stockage

–30 °C à

–10 °C

–30 °C à

–10 °C

–30 °C à

–10 °C

–30 °C à

–10 °C

s/o

[2]

s/o

[2]

Durée de

conser‐

[1]

vation

12 mois

s/o

[2]

s/o

[2]

[1]

La durée de conservation du kit est déterminée par le composant ayant la durée de conservation la plus courte.

[2]

s/o : sans objet

8

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

produit

1

Chapitre 1 TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit - Informations sur le

Matériel requis non fourni

Sauf indication contraire, tous les produits sont disponibles sur thermofisher.com. « PFL » indique que le matériel est disponible sur fisherscientific.com ou auprès d'un autre grand fournisseur de laboratoire.

Élément Source

Instrument de PCR en temps réel

Matériel requis non fourni

Applied Biosystems™ 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument (Utilisé avec SDS Software v1.4.1)

Applied Biosystems™ 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument (Utilisé avec SDS Software v1.5.1 ou 7500 Software v2.3)

Applied Biosystems™ 7500 Real‑Time PCR Instrument (Utilisé avec 7500 Software v2.3)

Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument, bloc de 0,2 ml (Utilisé avec QuantStudio™ Design and Analysis Desktop Software v1.5.1)

Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument, bloc de 0,1 ml (Utilisé avec QuantStudio™ Design and Analysis Desktop Software v1.5.1)

Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument, bloc à 384 puits (utilisé avec QuantStudio™ Design and Analysis Desktop Software v1.5.1)

4406984 (Avec ordinateur portable)

4406985 (Avec ordinateur tour)

4351106 (Avec ordinateur portable)

4351107 (Avec ordinateur de bureau)

4351104 (Avec ordinateur portable)

4351105 (Avec ordinateur de bureau)

A28569 (Avec ordinateur portable)

A28574 (Avec ordinateur de bureau)

A28139 (Instrument seulement)

A28568 (Avec ordinateur portable)

A28573 (Avec ordinateur de bureau)

A28138 (Instrument seulement)

A28570 (Avec ordinateur portable)

A28575 (Avec ordinateur de bureau)

A28140 (Instrument seulement)

Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument (Utilisé avec QuantStudio™ 5 Dx TD Software v1.0.2

ou

QuantStudio™ 5 Dx IVD Software v1.0.2)

Applied Biosystems™ QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument, bloc à 384 puits (utilisé avec QuantStudio™ Real‑Time PCR Software v1.3)

Équipement

Congélateurs de laboratoire

•

–30°C à –10°C

•

≤ –70°C

Centrifugeuse, avec rotor pour microplaques PFL

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

A32005 (Avec ordinateur portable)

A32006 (Avec ordinateur tour)

4485695 (Avec ordinateur portable)

4485701 (Avec ordinateur de bureau)

PFL

9

1

(suite)

Chapitre 1 TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit - Informations sur le produit

Matériel requis non fourni

Élément Source

Centrifugeuse de paillasse

Agitateur de laboratoire, vortex ou équivalent

Micropipettes monocanales et multicanaux réglables (de 1,00 µl à 1 000,0 µl)

Bloc froid (96 puits ou 384 puits) ou glace

Kits et réactifs

Nuclease-free Water (not DEPC-Treated)

Plaques de calibration (série 7500 Real‑Time PCR Instrument)

ABY™ Dye Spectral Calibration Plate for Multiplex qPCR, Fast 96-well (0,1 ml)

JUN™ Dye Spectral Calibration Plate for Multiplex qPCR, Fast 96-well (0,1 ml)

ABY™ Dye Spectral Calibration Plate for Multiplex qPCR, 96‑well (0,2 ml)

JUN™ Dye Spectral Calibration Plate for Multiplex qPCR, 96- well (0,2 ml)

Plaques de calibration (QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument)

ABY™ Dye Spectral Calibration Plate for Multiplex qPCR, 384‑well

JUN™ Dye Spectral Calibration Plate for Multiplex qPCR, 384- well

PFL

A24734

A24735

A24738

A24737

A24736

A24733

Tubes, plaques et autres consommables

MicroAmp™ Fast Optical 96‑Well Reaction Plate with Barcode, 0.1 mL

MicroAmp™ Fast Optical 96-Well Reaction Plate, 0.1 mL

MicroAmp™ Optical 96‑Well Reaction Plate with Barcode, 0.2 mL

MicroAmp™ EnduraPlate™ Optical 96-Well Fast Clear Reaction Plates with Barcode

MicroAmp™ EnduraPlate™ Optical 96-Well Fast Clear Reaction Plates

MicroAmp™ Optical 96-Well Reaction Plate, 0.2 mL

MicroAmp™ EnduraPlate™ Optical 96-Well Clear Reaction Plates with Barcode

MicroAmp™ EnduraPlate™ Optical 96-Well Clear Reaction Plates

MicroAmp™ Optical 384-Well Reaction Plate with Barcode

MicroAmp™ Optical 384-Well Reaction Plate

MicroAmp™ EnduraPlate™ Optical 384-Well Clear Reaction Plates with Barcode

MicroAmp™ EnduraPlate™ Optical 384-Well Clear Reaction Plates

MicroAmp™ Optical Adhesive Film

4346906, 4366932

4346907

4306737, 4326659

4483485, 4483494

A36930

N8010560, 4316813

4483354, 4483352

A36924

4309849, 4326270, 4343814

4343370

4483285, 4483273

A36931

4311971, 4360954

MicroAmp™ Adhesive Film Applicator

10

4333183

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

produit

1

(suite)

Chapitre 1 TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit - Informations sur le

Compatibilité des instruments et des logiciels

Élément Source

Tubes antiadhésifs sans RNase pour centrifugeuse de paillasse (1,5 ml et 2,0 ml)

Pointes de pipettes barrières aux aérosols (filtrées) stériles thermofisher.com/pipettetips

thermofisher.com/plastics

Compatibilité des instruments et des logiciels

Le tableau suivant répertorie la version d’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software compatible avec votre instrument et son logiciel d’analyse associé.

Pour savoir comment obtenir l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software, voir “Obtenir l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software” en page 60.

Pour vous procurer le logiciel d’analyse ou le firmware à utiliser avec votre instrument de PCR en temps réel, rendez‑vous sur thermofisher.com/qpcrsoftware, puis sélectionnez votre instrument dans la section Real‑Time PCR (PCR temps réel).

Instrument

Logiciel d’analyse utilisé avec

l’instrument

Version COVID‑19 Interpretive

Software compatible

7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument SDS Software v1.4.1 v1.5

7500 Fast Real‑Time PCR Instrument

7500 Real‑Time PCR Instrument 7500 Software v2.3 v1.5

QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument avec firmware v1.3.3 de l’instrument

Bloc à 96 puits, 0,2 ml

Bloc à 96 puits, 0,1 ml

QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument avec firmware v1.3.3 de l’instrument

Bloc à 384 puits

QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument avec firmware v1.0.3 de l’instrument

SDS Software v1.5.1

ou

7500 Software v2.3

QuantStudio™ Design and

Analysis Desktop Software v1.5.1

QuantStudio™ Design and

Analysis Desktop Software v1.5.1

QuantStudio™ 5 Dx TD Software

v1.0.2

v1.5

v2.5

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

11

1

(suite)

Chapitre 1 TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit - Informations sur le produit

Recommandations générales à l’attention des laboratoires

Instrument

QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument avec firmware v1.0.3 de l’instrument

QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument avec firmware v1.0.4 de l’instrument

Bloc à 384 puits

Logiciel d’analyse utilisé avec

l’instrument

QuantStudio™ 5 Dx IVD Software

v1.0.2

QuantStudio™ Real‑Time PCR

Software v1.3

Version COVID‑19 Interpretive

Software compatible

v2.5

Recommandations générales à l’attention des laboratoires

•

Mettez en œuvre des procédures opérationnelles standard dans votre laboratoire pour prévenir toute contamination, par exemple :

–

Changement fréquent des gants

–

Décontamination fréquente des surfaces, des équipements et des pipettes avec une solution à 10 % d’eau de javel ou une solution de décontamination, suivie d’une solution d’éthanol à 70 %

–

Utilisation de lumière ultraviolette lors de la décontamination du poste de sécurité microbiologique (le cas échéant)

•

Pour éviter toute dégradation, conservez les échantillons d’ARN élués, les master mix, les tests et les contrôles sur de la glace ou dans des blocs de refroidissement pendant leur utilisation.

•

Limitez les cycles de congélation-décongélation.

•

Réactifs aliquotes pour prévenir la contamination des stocks et réduire le nombre de cycles de congélation-décongélation.

•

Après chaque expérience, examinez les courbes d’amplification dans le logiciel d’interprétation pour détecter des signes de vortexage ou de centrifugation inadéquat. Contactez votre équipe d’assistance aux applications pour plus d’informations ou pour suivre une formation sur le CQ des données dans le logiciel de l’instrument.

12

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

produit

1

Limites du test

•

Ce test est destiné à être utilisé à des fins de diagnostic in vitro uniquement. Suivez les bonnes pratiques de laboratoire et toutes les précautions et directives de ces guides d’utilisation pour éviter toute contamination croisée entre les échantillons.

•

La performance du TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit sur les échantillons prélevés dans les voies respiratoires supérieures a été établie en utilisant uniquement des échantillons d’écouvillon nasopharyngé et oropharyngé, d’aspiration nasopharyngée et de lavage bronchoalvéolaire. Les écouvillons nasaux et du cornet nasal moyen sont considérés comme des types d’échantillons acceptables selon le document Interim Guidelines for Collecting, Handling, and Testing Clinical Specimens from Persons for Coronavirus Disease 2019 (COVID‑19) publié par les Centers for Disease Control and Prevention, mais les performances du TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit avec ces types d’échantillons n’ont pas été établies. L’analyse des écouvillons nasaux et du cornet nasal moyen (prélevés sous la supervision d’un prestataire de soins par le patient lui‑même ou directement par un prestataire de soins) est limitée aux patients présentant des symptômes du COVID‑19.

•

Les performances du TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit et du MagMAX™ Viral/Pathogen II Nucleic Acid Isolation Kit ont été établies sur des échantillons de salive prélevés à l’aide des dispositifs de prélèvement de salive pour le diagnostic moléculaire Spectrum Solutions™ SDNA Molecular Diagnostic Saliva Collection Devices.

•

La salive doit être prélevée par salivation passive sans toux ni raclement de la gorge. Certains médicaments, états physiologiques ou pathologies peuvent réduire ou augmenter l’écoulement salivaire. La présence du virus dans la salive peut résulter à la fois de l’excrétion virale des glandes salivaires et des voies respiratoires supérieures et inférieures. Une mauvaise méthodologie de production de la salive peut entraver la capacité du test à détecter les séquences cibles. Bien que l’autoprélèvement de salive puisse être acceptable, le prélèvement d’échantillons sans supervision peut donner lieu à un échantillon de mauvaise qualité et empêcher la certification de l’identité du patient.

•

Les échantillons doivent être prélevés, transportés et stockés conformément aux procédures et conditions appropriées. Un prélèvement, un transport ou un stockage incorrect des échantillons peut entraver la capacité du test à détecter les séquences cibles.

•

Ce kit utilise de l’ARN purifié comme échantillon pour l’analyse. La qualité de l’ARN récupéré à partir d’échantillons biologiques est essentielle pour la qualité des résultats générés avec ce kit.

•

Les résultats faux négatifs peuvent provenir de :

–

Prélèvement d’échantillon incorrect

–

Dégradation de l’ARN viral pendant le transport/stockage

–

Prélèvement de l'échantillon après que l'acide nucléique ne soit plus détectable dans la matrice échantillon

–

Utilisation d’une mauvaise méthode d’extraction

–

Présence d’inhibiteurs de la RT-PCR

–

Mutation du virus SARS-CoV-2

–

Non-respect de la notice d’utilisation

–

Absence d’échantillon

•

Les résultats faux positifs peuvent provenir de :

–

Contamination croisée pendant la manipulation ou la préparation des échantillons

–

Contamination croisée entre les échantillons de patient

–

Mélange d’échantillons

–

Contamination de l’ARN pendant la manipulation du produit

–

Artefact de la fluorescence dans les premiers cycles d’amplification provoqué par un mélange

Chapitre 1 TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit - Informations sur le

Limites du test

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

13

1

Chapitre 1 TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit - Informations sur le produit

inapproprié ou la présence de bulles dans le mélange réactionnel

14

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

produit

1

Échantillons et contrôles

Chapitre 1 TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit - Informations sur le

•

Les impacts des vaccins, des produits thérapeutiques antiviraux, des antibiotiques, des médicaments chimiothérapeutiques ou immunosuppresseurs n’ont pas été évalués. Le TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit ne peut exclure les maladies causées par d’autres pathogènes bactériens ou viraux.

•

Les résultats négatifs n’empêchent pas l’infection par le virus SARS-CoV-2 et ne doivent pas constituer la seule base d’une décision de prise en charge des patients.

•

Les laboratoires peuvent être tenus de signaler tous les résultats positifs aux autorités sanitaires compétentes.

•

L’utilisation de la salive peut être autorisée dans des conditions spécifiques définies par les autorités sanitaires compétentes (par ex., avec prélèvement sous supervision uniquement / auto-prélèvement, pour des tests itératifs, en deuxième intention, sous réserve de confirmation de test en cas de salive positive) et peut être soumise à des restrictions aux points d’entrée frontaliers dans certains pays (voyageurs). Suivez toujours les réglementations en vigueur de la juridiction concernée.

Échantillons et contrôles

Les échantillons de patients doivent être prélevés conformément aux directives de laboratoire appropriées. Des témoins de test positifs et négatifs doivent être inclus pour interpréter avec précision les résultats de test patient.

Inclure les témoins suivants :

Témoin positif (TaqPath™ COVID‑19 Control Kit)

MS2 Phage Control

Témoin négatif

Méthode

La méthode commence avec l’acide nucléique purifié à partir d’échantillons obtenus dans les voies respiratoires supérieures (à l’aide d’écouvillons nasopharyngés, oropharyngés, nasaux, du cornet nasal moyen et par aspiration nasopharyngée) et par lavage bronchoalvéolaire (LBA).

L’acide nucléique purifié est rétrotranscrit en ADNc et amplifié à l’aide du TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit et de l’un des instruments PCR en temps réel suivants :

•

Applied Biosystems™ 7500 Fast Dx Real‑Time PCR instrument

•

Applied Biosystems™ 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument

•

Applied Biosystems™ 7500 Real‑Time PCR Instrument

•

Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument, bloc à 96 puits, 0,2 ml

•

Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument, bloc à 96 puits, 0,1 ml

•

Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument, bloc à 384 puits

•

Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument

•

Applied Biosystems™ QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument, bloc à 384 puits

Témoin Permet de surveiller Tests

Configuration de la réaction RT-PCR et intégrité du réactif

Extraction d’ARN et absence d’inhibiteurs dans la réaction qPCR

Contamination croisée lors de l’extraction de l’ARN et de la configuration de la réaction

Les trois tests SARS- CoV-2

Test MS2

Les trois tests SARS- CoV-2

Test MS2

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

15

1

Chapitre 1 TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit - Informations sur le produit

Méthode

Au cours du processus, les sondes s’hybrident à trois (3) séquences cibles spécifiques au SARSCoV-2. Chaque cible se situe entre des amorces sens et antisens uniques pour les gènes suivants :

•

ORF1ab

•

Protéine N.

•

Protéine S.

Au cours de la phase d’élongation du cycle PCR, l’activité nucléase 5’ de la Taq polymérase dégrade la sonde. Cette dégradation entraîne la séparation du reporter et de l’extincteur, générant ainsi un signal fluorescent. À chaque cycle, des molécules supplémentaires du reporter sont libérées de leurs sondes, ce qui augmente l’intensité de la fluorescence. L’intensité de la fluorescence est surveillée à chaque cycle PCR par l’instrument PCR en temps réel.

Les données sont analysées, puis interprétées par l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software.

La méthode dédiée au test de la salive est détaillée dans le document TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit avec salive Notice d’utilisation (Pub. n° MAN0024936).

16

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

2

Avertissements et précautions

La méthode du TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit doit être exécutée par du personnel qualifié et formé afin d’éviter tout risque de résultats erronés. Utilisez des zones distinctes pour la préparation des échantillons patients et des témoins afin d’éviter les résultats faussement positifs. Les échantillons et les réactifs doivent être manipulés sous une hotte à flux laminaire ou un poste de sécurité microbiologique.

•

Les échantillons doivent toujours être traités comme des échantillons infectieux et/ou présentant un risque biologique conformément aux bonnes pratiques de laboratoire.

•

Respectez les précautions nécessaires lors de la manipulation des échantillons. Utilisez un équipement de protection individuelle (EPI) conforme aux directives en vigueur relatives à la manipulation des échantillons potentiellement infectieux.

•

Utilisez toujours des pointes de pipettes avec des barrières aux aérosols. Les pointes utilisées doivent être stériles et exemptes de DNases et de RNases.

•

Ne mangez pas, ne buvez pas, ne fumez pas et n’appliquez pas de produits cosmétiques dans les zones de travail.

•

Les modifications apportées aux réactifs des tests, au protocole des tests ou aux instruments ne sont pas autorisées et enfreignent la directive 98/79/CE relative au diagnostic in vitro.

•

N’utilisez pas le kit après la date de péremption.

•

Gérez les déchets conformément aux réglementations locales.

•

Des fiches de données de sécurité sont disponibles sur demande.

•

Les laboratoires peuvent être tenus de signaler tous les résultats positifs aux autorités sanitaires compétentes.

Les pays suivants nécessitent le marquage CE « Diagnostics In Vitro » : Allemagne, Autriche, Belgique, Bulgarie, Chypre, Croatie, Danemark, Espagne, Estonie, Finlande, France, Grèce, Hongrie, Irlande, Italie, Lettonie, Lituanie, Luxembourg, Malte, Pays-Bas, Pologne, Portugal, Roumanie, Slovaquie, Slovénie, Suède, Royaume-Uni, Norvège, Islande, Liechtenstein, Suisse, Turquie.

•

Les résultats positifs indiquent la présence d’ARN de SARS‑CoV‑2.

•

Manipulez tous les échantillons et témoins comme s’ils pouvaient transmettre des agents infectieux.

•

Les réactifs doivent être stockés et manipulés conformément aux instructions de la section Tableau 1.

•

La qualité de la préparation de l’échantillon (ARN purifié) peut influencer la qualité du test qPCR. Les laboratoires doivent utiliser uniquement la méthode de purification qu’ils ont sélectionnée. Les laboratoires qui n’ont pas encore sélectionné de méthode peuvent utiliser le MagMAX™ Viral/Pathogen Nucleic Acid Isolation Kit ou le MagMAX™ Viral/Pathogen II Nucleic Acid Isolation Kit.

Avant de commencer

16

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 2 Avant de commencer

2

Prélèvement, transport et stockage d’échantillons

•

Le kit qPCR inclut un phage à ARN témoin permettant de vérifier l’efficacité de la préparation des échantillons et l’absence d’inhibiteurs dans la réaction PCR. Pour utiliser ce témoin, ajoutez un MS2 Phage Control aux échantillons avant l’extraction de l’ARN, conformément aux recommandations du Chapitre 3, “Consignes pour l’ARN extrait de l’échantillon”.

Prélèvement, transport et stockage d’échantillons

Remarque : Manipulez tous les échantillons et témoins comme s’ils pouvaient transmettre des agents

infectieux.

•

Pour des consignes sur le prélèvement et le stockage des échantillons, reportez-vous au document Interim Guidelines for Collecting, Handling, and Testing Clinical Specimens from Persons for Coronavirus Disease 2019 (COVID-19), publié par les Centers for Disease Control and Prevention.

•

Il convient de conditionner, d’expédier et de transporter les échantillons conformément à l’édition actuelle de la Règlementation sur les marchandises dangereuses de l’Association

internationale du transport aérien (IATA - International Air Transport Association)

(iata.org/en/ programs/cargo/dgr).

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

17

Consignes pour l’ARN extrait de

3

Volumes de prélèvement d’échantillon

Pour répondre à la nécessité de disposer d’un large éventail de volumes de prélèvement d’échantillon, deux protocoles de RT‑PCR sont fournis, en fonction du volume de prélèvement d’échantillon.

Les volumes de prélèvement d’échantillon suivants ont été testés :

•

Prélèvement faible : 200 µl

•

Prélèvement élevé : 400 µl

Les volumes de prélèvement d’échantillon > 400 µL n’ont pas été testés avec le TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit.

Les kits d’extraction d’ARN suivants ont été testés :

•

MagMAX™ Viral/Pathogen Nucleic Acid Isolation Kit

•

MagMAX™ Viral/Pathogen II Nucleic Acid Isolation Kit

l’échantillon

Consignes pour l’extraction d’ARN

L’ARN extrait peut être préparé avec n’importe quelle procédure standard d’extraction d’ARN ou avec un kit d’extraction d’ARN. Le volume minimal d’élution recommandé est de 50 µl.

Les consignes suivantes permettent d’optimiser les résultats lors de l’utilisation du TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit.

•

Le MS2 Phage Control fourni dans le kit doit être utilisé pour vérifier l’efficacité de la préparation des échantillons et l’absence d’inhibiteurs dans la réaction RT‑PCR. Il est ajouté à l’échantillon avant l’extraction (voir “Ajouter le MS2 Phage Control” en page 19).

•

Utilisez de l’Nuclease-free Water (not DEPC-Treated) contenant le MS2 Phage Control comme témoin négatif. Le témoin négatif purifié est utilisé comme témoin négatif pour la RT‑PCR.

•

Nous recommandons l’utilisation d’un volume de MS2 Phage Control représentant 2,5 % du volume de prélèvement d’échantillon.

18

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

3

Ajouter le MS2 Phage Control

Le MS2 Phage Control doit être utilisé pour vérifier l’efficacité de la préparation de l’échantillon et l’absence d’inhibiteurs dans la réaction RT‑PCR.

Ajoutez le volume approprié de MS2 Phage Control dans chaque puits d’échantillon et dans le puits du témoin négatif immédiatement avant la lyse lors de l’extraction de l’ARN.

Nous recommandons l’utilisation d’un volume de MS2 Phage Control représentant 2,5 % du volume de prélèvement d’échantillon. Des exemples sont présentés dans le tableau ci‑dessous :

Volume de prélèvement d’échantillon Volume MS2 Phage Control

200 µl 5 µl MS2 Phage Control

400 µl 10 µl MS2 Phage Control

Chapitre 3 Consignes pour l’ARN extrait de l’échantillon

Ajouter le MS2 Phage Control

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

19

Préparer les réactions RT-PCR

4

■

Consignes relatives à la RT-PCR ...................................................................................................... 20

■

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon ≤200 µl, plaque de

réaction à 96 puits)............................................................................................................................ 21

■

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon ≤200 µl, plaque de

réaction à 384 puits) ......................................................................................................................... 23

■

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon >200 µl, plaque de

réaction à 96 puits)............................................................................................................................ 26

■

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon >200 µl, plaque de

réaction à 384 puits) ......................................................................................................................... 28

Remarque : La procédure utilisée pour préparer les réactions RT‑PCR dépend du volume de prélèvement de l’échantillon d’origine utilisé lors de la préparation de l’ARN (≤ 200 µl ou > 200 µl). La procédure utilisée pour préparer les réactions RT‑PCR dépend également de l’utilisation d’une plaque de 96 puits ou d’une plaque de 384 puits pour la RT‑PCR.

Consignes relatives à la RT-PCR

IMPORTANT !

Pour chaque plaque de réaction RT‑PCR, prévoyez les contrôles suivants :

·

Un contrôle positif.

·

Un contrôle négatif à partir de chaque extraction.

·

Par exemple, si des échantillons d’ARN provenant de quatre extractions sont associés sur une plaque de réaction RT‑PCR à 384 puits, quatre puits de contrôles négatifs doivent être exécutés sur cette plaque de réaction RT‑PCR à 384 puits.

Préparez la plaque de réaction RT-PCR sur de la glace et conservez-la sur de la glace jusqu’à ce

·

qu’elle soit chargée dans l’instrument PCR temps réel. Testez la plaque immédiatement après la préparation. Le non-respect de cette consigne peut

·

entraîner la dégradation des échantillons d’ARN. Pour éviter toute contamination, préparez les réactifs dans un poste de travail PCR ou dans une

·

zone sans amplicon équivalente. N’utilisez pas la même pipette pour les contrôles et les échantillons d’ARN et utilisez toujours des pointes de pipettes avec barrière aux aérosols.

Maintenez un environnement exempt de RNase.

·

Protégez les tests de la lumière.

·

Conservez les échantillons d’ARN et les composants sur la glace pendant l’utilisation.

·

20

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 4 Préparer les réactions RT-PCR

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon ≤200 µl, plaque de réaction à 96 puits)

Utilisez cette procédure dans les conditions suivantes :

•

Un volume de prélèvement d’échantillon d’origine pouvant aller jusqu’à 200 µl a été utilisé pour l’extraction

•

L’instrument est compatible avec les plaques de réaction RT-PCR à 96 puits

1.

S’ils sont congelés, décongelez les réactifs sur de la glace.

2.

Vortexez doucement les réactifs, puis centrifugez‑les brièvement pour que le liquide soit au fond du tube.

3.

Diluez du TaqPath™ COVID‑19 Control (1 x 104 copies/µl) pour préparer une solution de travail de 25 copies/µl :

a.

Pipettez 98 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control Dilution Buffer dans un tube de centrifugeuse de paillasse, puis ajoutez 2 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control. Mélangez bien, puis centrifugez brièvement.

b.

Pipettez 87,5 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control Dilution Buffer dans un deuxième tube de centrifugeuse de paillasse, puis ajoutez 12,5 µl de la dilution créée dans la sous-étape 3a. Mélangez bien, puis centrifugez brièvement.

Remarque : Le TaqPath™ COVID‑19 Control ne contient pas la matrice MS2.

4.

Préparez le mélange réactionnel.

a.

Pour chaque test, associez les composants suivants, en quantité suffisante pour le nombre d’échantillons d’ARN à tester, plus un contrôle positif et un contrôle négatif.

Tous les volumes incluent un excédent de 10 % pour les erreurs de pipetage.

4

IMPORTANT !

Les volumes dans ce tableau supposent que vous avez extrait l’échantillon d’ARN

à l’aide d’un volume de prélèvement d’échantillon d’origine pouvant aller jusqu’à 200 µl.

Composant

TaqPath™ 1‑Step Multiplex Master Mix (No ROX™) (4X)

COVID-19 Real Time PCR Assay Multiplex

Nuclease-free Water 7,50 µl 8,25 x (n + 2) µl 792 µl

Volume total du mélange réactionnel

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

Volume par échantillon

d’ARN ou contrôle

6,25 µl 6,875 x (n + 2) µl 660 µl

1,25 µl 1,375 x (n + 2) µl 132 µl

15,0 µl — 1584 µl

Volume pour

n échantillons d’ARN plus

2 contrôles

94 échantillons d’ARN plus

Volume pour

2 contrôles

21

Chapitre 4 Préparer les réactions RT-PCR

4

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon ≤200 µl, plaque de réaction à 96 puits)

5.

Préparation de la plaque de réactions :

a.

Pipettez 15,0 µl du mélange réactionnel préparé à l’étape 4 dans chaque puits d’une MicroAmp™ Fast Optical 96‑Well Reaction Plate with Barcode, 0.1 mL ou d’une MicroAmp™ Optical 96‑Well Reaction Plate with Barcode, 0.2 mL.

Il est possible d’utiliser d’autres plaques (voir “Matériel requis non fourni” en page 9).

b.

Vortexez doucement la plaque scellée contenant l’ARN de l’échantillon purifié et le contrôle négatif de la procédure d’extraction de l’ARN, puis centrifugez brièvement pour que le liquide soit au fond de la plaque.

c.

Descellez la plaque contenant l’échantillon d’ARN purifié et le contrôle négatif provenant de la procédure d’extraction de l’ARN. Ajoutez l’échantillon d’ARN, le contrôle négatif ou le contrôle positif à chaque puits de la plaque de réaction conformément au Tableau 2 en page 23.

d.

Scellez bien la plaque avec du MicroAmp™ Optical Adhesive Film.

IMPORTANT !

une pression sur l’ensemble de la plaque et à ce que chaque puits soit bien scellé. Le non-respect de cette règle peut entraîner le mauvais scellement d’un puits, ce qui pourrait provoquer une contamination d’un puits à un autre lors du vortexage et une évaporation pendant la PCR.

e.

Vortexez la plaque à la vitesse programmée la plus élevée pendant 10 à 30 secondes avec une pression moyenne. Agitez la plaque pour assurer un contact égal sur la plateforme de l’agitateur vortex.

IMPORTANT !

cette règle peut entraîner une mauvaise classification des échantillons.

Lors de l’application du MicroAmp™ Optical Adhesive Film, veillez à exercer

Vortexez pendant 10 à 30 secondes pour bien mélanger. Le non-respect de

22

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon ≤200 µl, plaque de réaction à 384 puits)

f.

Centrifugez la plaque de réaction pendant 1 à 2 minutes à ≥650 × g pour éliminer les bulles d’air et pour que le liquide soit au fond de la plaque de réaction.

Tableau 2 Volumes des plaques de réaction

Composant

Mélange réactionnel 15,0 µl 15,0 µl 15,0 µl

Réaction de l’échantillon

d’ARN

Volume par réaction

Réaction de contrôle

Chapitre 4 Préparer les réactions RT-PCR

Réaction de contrôle

positif

4

négatif

Échantillon d’ARN purifié (provenant de l’extraction d’ARN)

Contrôle positif (TaqPath™ COVID‑19 Control dilué provenant de l’étape 3)

Nuclease-free Water — 8,0 µl —

Contrôle négatif purifié (provenant de l’extraction d’ARN)

Volume total 25,0 µl 25,0 µl 25,0 µl

10,0 µl

—

2,0 µl

—

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon ≤200 µl, plaque de réaction à 384 puits)

Utilisez cette procédure dans les conditions suivantes :

•

Un volume de prélèvement d’échantillon d’origine pouvant aller jusqu’à 200 µl a été utilisé pour l’extraction

•

L’instrument est compatible avec les plaques de réaction RT-PCR à 384 puits

—

10,0 µl

1.

S’ils sont congelés, décongelez les réactifs sur de la glace.

2.

Vortexez doucement les réactifs, puis centrifugez‑les brièvement pour que le liquide soit au fond du tube.

3.

Diluez du TaqPath™ COVID‑19 Control (1 x 104 copies/µl) pour préparer une solution de travail de 25 copies/µl :

a.

Pipettez 98 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control Dilution Buffer dans un tube de centrifugeuse de paillasse, puis ajoutez 2 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control. Mélangez bien, puis centrifugez brièvement.

b.

Pipettez 87,5 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control Dilution Buffer dans un deuxième tube de centrifugeuse de paillasse, puis ajoutez 12,5 µl de la dilution créée dans la sous-étape 3a. Mélangez bien, puis centrifugez brièvement.

Remarque : Le TaqPath™ COVID‑19 Control ne contient pas la matrice MS2.

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

23

d’utilisation

Chapitre 4 Préparer les réactions RT-PCR

4

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon ≤200 µl, plaque de réaction à 384 puits)

4.

Préparez le mélange réactionnel.

a.

Pour chaque test, associez les composants suivants, en quantité suffisante pour le nombre d’échantillons d’ARN, plus un contrôle positif par plaque RT‑PCR temps réel à 384 puits et un contrôle négatif de chaque extraction.

Par exemple, si des échantillons d’ARN provenant de quatre extractions sont associés sur une plaque RT‑PCR temps réel à 384 puits, quatre puits de contrôles négatifs doivent être exécutés sur cette plaque RT‑PCR temps réel à 384 puits.

Tous les volumes incluent un excédent de 10 % pour les erreurs de pipetage.

IMPORTANT !

Les volumes dans ce tableau supposent que vous avez extrait l’échantillon d’ARN

à l’aide d’un volume de prélèvement d’échantillon d’origine pouvant aller jusqu’à 200 µl.

Composant

TaqPath™ 1‑Step Multiplex Master Mix (No ROX™) (4X)

COVID-19 Real Time PCR Assay Multiplex

Nuclease-free Water 4,00 µl 4,40 x (n + y + 1) µl 1690,0 µl

Volume total du mélange réactionnel

5.

Préparation de la plaque de réactions :

a.

Pipettez 10,0 µl du mélange réactionnel préparé dans l’étape 4 dans chaque puits d’une

Volume par échantillon

d’ARN ou contrôle

5,00 µl 5,50 x (n + y + 1) µl 2112,0 µl

1,00 µl 1,10 x (n + y + 1) µl 422,4 µl

10,0 µl — 4224,4 µl

Volume pour

n échantillons d’ARN plus

y contrôles négatifs plus

un contrôle positif

Volume pour

379 échantillons d’ARN

plus quatre contrôles

négatifs plus un contrôle

positif

MicroAmp™ Optical 384-Well Reaction Plate with Barcode. Il est possible d’utiliser d’autres plaques (voir “Matériel requis non fourni” en page 9).

b.

Vortexez doucement la plaque scellée contenant l’ARN de l’échantillon purifié et le contrôle négatif de la procédure d’extraction de l’ARN, puis centrifugez brièvement pour que le liquide soit au fond de la plaque.

c.

Descellez la plaque contenant l’échantillon d’ARN purifié et le contrôle négatif provenant de la procédure d’extraction de l’ARN. Ajoutez l’échantillon d’ARN, le contrôle négatif ou le contrôle positif à chaque puits de la plaque de réaction conformément au Tableau 3 en page 25.

IMPORTANT !

Pour éviter toute contamination des échantillons, descellez une seule plaque d’extraction à la fois, puis rescellez-la après avoir ajouté les échantillons à la plaque de réaction RT-PCR.

24

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice

Chapitre 4 Préparer les réactions RT-PCR

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon ≤200 µl, plaque de réaction à 384 puits)

4

d.

Scellez bien la plaque avec du MicroAmp™ Optical Adhesive Film.

IMPORTANT !

Lors de l’application du MicroAmp™ Optical Adhesive Film, veillez à exercer une pression sur l’ensemble de la plaque et à ce que chaque puits soit bien scellé. Le non-respect de cette règle peut entraîner le mauvais scellement d’un puits, ce qui pourrait provoquer une contamination d’un puits à un autre lors du vortexage et une évaporation pendant la PCR.

e.

Vortexez la plaque à la vitesse programmée la plus élevée pendant 10 à 30 secondes avec une pression moyenne. Agitez la plaque pour assurer un contact égal sur la plateforme de l’agitateur vortex.

IMPORTANT !

Vortexez pendant 10 à 30 secondes pour bien mélanger. Le non-respect de cette règle peut entraîner une mauvaise classification des échantillons.

f.

Centrifugez la plaque de réaction pendant 1 à 2 minutes à ≥650 × g pour éliminer les bulles d’air et pour que le liquide soit au fond de la plaque de réaction.

Tableau 3 Volumes des plaques de réaction

Composant

Mélange réactionnel 10,0 µl 10,0 µl 10,0 µl

Échantillon d’ARN purifié (provenant de l’extraction d’ARN)

Réaction de l’échantillon

d’ARN

10,0 µl

Volume par réaction

Réaction de contrôle

positif

—

Réaction de contrôle

négatif

—

Contrôle positif (TaqPath™ COVID‑19 Control dilué provenant de l’étape 3)

Nuclease-free Water — 8,0 µl —

Contrôle négatif purifié (provenant de l’extraction d’ARN)

Volume total 20,0 µl 20,0 µl 20,0 µl

—

2,0 µl

—

10,0 µl

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

25

Chapitre 4 Préparer les réactions RT-PCR

4

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon >200 µl, plaque de réaction à 96 puits)

Utilisez cette procédure dans les conditions suivantes :

•

Un volume de prélèvement d’échantillon d’origine de >200 µl, mais ≤400 µl a été utilisé pour l’extraction

Remarque : Aucun volume de prélèvement d’échantillon >400 µl n’a été testé avec le TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit.

•

L’instrument est compatible avec les plaques de réaction RT-PCR à 96 puits

1.

S’ils sont congelés, décongelez les réactifs sur de la glace.

2.

Vortexez doucement les réactifs, puis centrifugez‑les brièvement pour que le liquide soit au fond du tube.

3.

Diluez du TaqPath™ COVID‑19 Control (1 x 104 copies/µl) pour préparer une solution de travail de 25 copies/µl :

a.

Pipettez 98 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control Dilution Buffer dans un tube de centrifugeuse de paillasse, puis ajoutez 2 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control. Mélangez bien, puis centrifugez brièvement.

b.

Pipettez 87,5 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control Dilution Buffer dans un deuxième tube de centrifugeuse de paillasse, puis ajoutez 12,5 µl de la dilution créée dans la sous-étape 3a. Mélangez bien, puis centrifugez brièvement.

Remarque : Le TaqPath™ COVID‑19 Control ne contient pas la matrice MS2.

4.

Préparez le mélange réactionnel.

a.

Pour chaque test, associez les composants suivants, en quantité suffisante pour le nombre d’échantillons d’ARN à tester, plus un contrôle positif et un contrôle négatif.

26

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 4 Préparer les réactions RT-PCR

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon >200 µl, plaque de réaction à 96 puits)

4

Tous les volumes incluent un excédent de 10 % pour les erreurs de pipetage.

IMPORTANT !

Les volumes dans ce tableau supposent que vous avez extrait l’échantillon d’ARN

à l’aide d’un volume de prélèvement d’échantillon d’origine compris entre 201 µl et 400 µl.

Composant

TaqPath™ 1‑Step Multiplex Master Mix (No ROX™) (4X)

COVID-19 Real Time PCR Assay Multiplex

Nuclease-free Water 12,50 µl 13,75 x (n + 2) µl 1320 µl

Volume total du mélange réactionnel

5.

Préparation de la plaque de réactions :

a.

Pipettez 20,0 µl du mélange réactionnel préparé à l’étape 4 dans chaque puits d’une

Volume par échantillon

d’ARN ou contrôle

6,25 µl 6,875 x (n + 2) µl 660 µl

1,25 µl 1,375 x (n + 2) µl 132 µl

20,0 µl — 2112 µl

Volume pour

n échantillons d’ARN plus

2 contrôles

94 échantillons d’ARN plus

MicroAmp™ Fast Optical 96‑Well Reaction Plate with Barcode, 0.1 mL ou d’une MicroAmp™ Optical 96‑Well Reaction Plate with Barcode, 0.2 mL.

Il est possible d’utiliser d’autres plaques (voir “Matériel requis non fourni” en page 9).

b.

Vortexez doucement la plaque scellée contenant l’ARN de l’échantillon purifié et le contrôle négatif de la procédure d’extraction de l’ARN, puis centrifugez brièvement pour que le liquide soit au fond de la plaque.

c.

Descellez la plaque contenant l’échantillon d’ARN purifié et le contrôle négatif provenant de la procédure d’extraction de l’ARN. Ajoutez l’échantillon d’ARN, le contrôle négatif ou le contrôle positif à chaque puits de la plaque de réaction conformément au Tableau 4 en page 28.

d.

Scellez bien la plaque avec du MicroAmp™ Optical Adhesive Film.

Volume pour

2 contrôles

IMPORTANT !

Lors de l’application du MicroAmp™ Optical Adhesive Film, veillez à exercer une pression sur l’ensemble de la plaque et à ce que chaque puits soit bien scellé. Le non-respect de cette règle peut entraîner le mauvais scellement d’un puits, ce qui pourrait provoquer une contamination d’un puits à un autre lors du vortexage et une évaporation pendant la PCR.

e.

Vortexez la plaque à la vitesse programmée la plus élevée pendant 10 à 30 secondes avec une pression moyenne. Agitez la plaque pour assurer un contact égal sur la plateforme de l’agitateur vortex.

IMPORTANT !

Vortexez pendant 10 à 30 secondes pour bien mélanger. Le non-respect de cette règle peut entraîner une mauvaise classification des échantillons.

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

27

Tableau 4 Volumes des plaques de réaction

Chapitre 4 Préparer les réactions RT-PCR

4

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon >200 µl, plaque de réaction à 384 puits)

f.

Centrifugez la plaque de réaction pendant 1 à 2 minutes à ≥650 × g pour éliminer les bulles d’air et pour que le liquide soit au fond de la plaque de réaction.

Volume par réaction

Composant

Mélange réactionnel 20,0 µl 20,0 µl 20,0 µl

Réaction de l’échantillon

d’ARN

Réaction de contrôle

positif

Réaction de contrôle

négatif

Échantillon d’ARN purifié (provenant de l’extraction d’ARN)

Contrôle positif (TaqPath™ COVID‑19 Control dilué provenant de l’étape 3)

Nuclease-free Water — 3,0 µl —

Contrôle négatif purifié (provenant de l’extraction d’ARN)

Volume total 25,0 µl 25,0 µl 25,0 µl

5,0 µl

—

2,0 µl

—

5,0 µl

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon >200 µl, plaque de réaction à 384 puits)

Utilisez cette procédure dans les conditions suivantes :

•

Un volume de prélèvement d’échantillon d’origine de >200 µl, mais ≤400 µl a été utilisé pour l’extraction

Remarque : Aucun volume de prélèvement d’échantillon >400 µl n’a été testé avec le TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit.

•

L’instrument est compatible avec les plaques de réaction RT-PCR à 384 puits

1.

S’ils sont congelés, décongelez les réactifs sur de la glace.

2.

Vortexez doucement les réactifs, puis centrifugez‑les brièvement pour que le liquide soit au fond du tube.

3.

Diluez du TaqPath™ COVID‑19 Control (1 x 104 copies/µl) pour préparer une solution de travail de 25 copies/µl :

a.

Pipettez 98 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control Dilution Buffer dans un tube de centrifugeuse de paillasse, puis ajoutez 2 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control. Mélangez bien, puis centrifugez brièvement.

28

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 4 Préparer les réactions RT-PCR

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon >200 µl, plaque de réaction à 384 puits)

4

b.

Pipettez 87,5 µl de TaqPath™ COVID‑19 Control Dilution Buffer dans un deuxième tube de centrifugeuse de paillasse, puis ajoutez 12,5 µl de la dilution créée dans la sous-étape 3a. Mélangez bien, puis centrifugez brièvement.

Remarque : Le TaqPath™ COVID‑19 Control ne contient pas la matrice MS2.

4.

Préparez le mélange réactionnel.

a.

Pour chaque test, associez les composants suivants, en quantité suffisante pour le nombre d’échantillons d’ARN, plus un contrôle positif par plaque RT‑PCR temps réel à 384 puits et un contrôle négatif de chaque extraction.

Par exemple, si des échantillons d’ARN provenant de quatre extractions sont associés sur une plaque RT‑PCR temps réel à 384 puits, quatre puits de contrôles négatifs doivent être exécutés sur cette plaque RT‑PCR temps réel à 384 puits.

Tous les volumes incluent un excédent de 10 % pour les erreurs de pipetage.

IMPORTANT !

Les volumes dans ce tableau supposent que vous avez extrait l’échantillon d’ARN

à l’aide d’un volume de prélèvement d’échantillon d’origine compris entre 201 µl et 400 µl.

Composant

TaqPath™ 1‑Step Multiplex Master Mix (No ROX™) (4X)

COVID-19 Real Time PCR Assay Multiplex

Nuclease-free Water 9,00 µl 9,90 x (n + y + 1) µl 3802,0 µl

Volume total du mélange réactionnel

5.

Préparation de la plaque de réactions :

a.

Pipettez 15,0 µl du mélange réactionnel préparé dans l’étape 4 dans chaque puits d’une

Volume par échantillon

d’ARN ou contrôle

5,00 µl 5,50 x (n + y + 1) µl 2112,0 µl

1,00 µl 1,10 x (n + y + 1) µl 422,4 µl

15,0 µl — 6336,4 µl

Volume pour

n échantillons d’ARN plus

y contrôles négatifs plus

un contrôle positif

379 échantillons d’ARN

plus quatre contrôles

négatifs plus un contrôle

MicroAmp™ Optical 384-Well Reaction Plate with Barcode. Il est possible d’utiliser d’autres plaques (voir “Matériel requis non fourni” en page 9).

b.

Vortexez doucement la plaque scellée contenant l’ARN de l’échantillon purifié et le contrôle négatif de la procédure d’extraction de l’ARN, puis centrifugez brièvement pour que le liquide soit au fond de la plaque.

Volume pour

positif

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

29

Chapitre 4 Préparer les réactions RT-PCR

4

Préparez les réactions RT‑PCR (volume de prélèvement d’échantillon >200 µl, plaque de réaction à 384 puits)

c.

Descellez la plaque contenant l’échantillon d’ARN purifié et le contrôle négatif provenant de la procédure d’extraction de l’ARN. Ajoutez l’échantillon d’ARN, le contrôle négatif ou le contrôle positif à chaque puits de la plaque de réaction conformément au Tableau 5 en page 30.

IMPORTANT !

Pour éviter toute contamination des échantillons, descellez une seule plaque d’extraction à la fois, puis rescellez-la après avoir ajouté les échantillons à la plaque de réaction RT-PCR.

d.

Scellez bien la plaque avec du MicroAmp™ Optical Adhesive Film.

IMPORTANT !

Lors de l’application du MicroAmp™ Optical Adhesive Film, veillez à exercer une pression sur l’ensemble de la plaque et à ce que chaque puits soit bien scellé. Le non-respect de cette règle peut entraîner le mauvais scellement d’un puits, ce qui pourrait provoquer une contamination d’un puits à un autre lors du vortexage et une évaporation pendant la PCR.

e.

Vortexez la plaque à la vitesse programmée la plus élevée pendant 10 à 30 secondes avec une pression moyenne. Agitez la plaque pour assurer un contact égal sur la plateforme de l’agitateur vortex.

IMPORTANT !

Vortexez pendant 10 à 30 secondes pour bien mélanger. Le non-respect de cette règle peut entraîner une mauvaise classification des échantillons.

f.

Centrifugez la plaque de réaction pendant 1 à 2 minutes à ≥650 × g pour éliminer les bulles d’air et pour que le liquide soit au fond de la plaque de réaction.

Tableau 5 Volumes des plaques de réaction

Composant

Réaction de l’échantillon

d’ARN

Volume par réaction

Réaction de contrôle

positif

Réaction de contrôle

négatif

Mélange réactionnel 15,0 µl 15,0 µl 15,0 µl

Échantillon d’ARN purifié (provenant de l’extraction d’ARN)

Contrôle positif (TaqPath™ COVID‑19 Control dilué provenant de l’étape 3)

Nuclease-free Water — 3,0 µl —

Contrôle négatif purifié (provenant de l’extraction d’ARN)

Volume total 20,0 µl 20,0 µl 20,0 µl

30

5,0 µl

—

2,0 µl

—

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

5,0 µl

—

Effectuer la RT-PCR avec

5

Applied Biosystems™ 7500 Fast

Dx Real‑Time PCR Instrument

■

Calibration des fluorophores pour la série 7500 Real‑Time PCR Instrument ................................... 31

■

Transférer le fichier de modèle (SDT) pour le 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument ................. 31

■

Configurer et utiliser le 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument .................................................... 32

Calibration des fluorophores pour la série 7500 Real‑Time PCR Instrument

Un instrument maintenu est calibré pour de nombreux fluorophores. En plus de ces fluorophores, l’opérateur doit calibrer l’instrument pour les fluorophores ABY™ et JUN™ utilisés avec ce kit. Pour tous les autres tests, reportez-vous au processus de calibration standard.

Transférer le fichier de modèle (SDT) pour le 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument

Le fichier de modèle (SDT) contient les paramètres d’analyse d’un instrument. Il est installé sur l’ordinateur où se trouve l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software et doit être transféré à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode vers l’ordinateur sur lequel le SDS Software v1.4.1 est installé.

IMPORTANT !

cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

1.

Sur l’ordinateur où est installé l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software, accédez au répertoire suivant (où <…> est le répertoire d’installation) :

<…>\Applied Biosystems\COVID-19 Interpretive Software\Client\docs\User Documents

2.

Sélectionnez le fichier SDT :

TaqPath COVID-19 Kit Template 7500fastDx sds1_4_1 v1-4.sdt

3.

À l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode, transférez le fichier SDT vers l’ordinateur sur lequel est installé le SDS Software v1.4.1.

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument. Le non-respect de

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

31

Chapitre 5 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument

5

Configurer et utiliser le 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument

Pour plus d’informations sur l’instrument, voir les documents répertoriés dans “Documentation connexe” en page 72.

1.

À l’aide du SDS Software v1.4.1, ouvrez le fichier SDT que vous avez transféré dans “Transférer le fichier de modèle (SDT) pour le 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument” en page 31.

IMPORTANT !

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument. Le non-

respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

2.

Vérifiez les paramètres de test dans le modèle et ajustez-les si nécessaire.

•

Assay (Analyse) : Standard Curve (Absolute Quantitation) (Courbe standard [Quantification absolue])

•

Run mode (Mode test) : Standard 7500

•

Passive reference (Référence passive) : None (Aucune)

•

3.

Sample volume (Volume d’échantillon) : 25 µl

IMPORTANT !

La référence passive doit être réglée sur None (aucune).

Vérifiez que les reporters et les détecteurs sont correctement associés dans le Detector Manager (Gestionnaire du détecteur) dans le menu Tools (Outils).

Reporter Détecteur

FAM ORF1ab

VIC Gène N

ABY Gène S

JUN MS2

4.

Vérifiez que les cibles ci-dessus sont affectées à chaque puits selon le plan de plaque.

5.

Vérifiez la dénomination des puits de contrôles.

•

Le modèle a un contrôle positif et un contrôle négatif affectés aux puits pour référence.

•

Déplacez les attributions des puits de contrôles en copiant les puits de contrôles existants et en les collant en fonction de leur emplacement réel sur la plaque physique.

6.

Pour les puits avec un contrôle positif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur Standard.

7.

Pour les puits avec un contrôle négatif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur NTC.

8.

Modifiez le plan de plaque pour attribuer un nom d’échantillon unique à chaque puits dans la plaque physique.

Pour les puits avec un échantillon patient, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur Unknown (Inconnu) pour tous les détecteurs.

32

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 5 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument

5

Configurer et utiliser le 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument

Remarque : Les puits qui n’ont pas de nom d’échantillon ne seront pas analysés par le logiciel.

9.

Confirmez le protocole thermique.

Étape Température Durée Nombre de cycles

Incubation UNG 25°C 2 minutes 1

Transcription inverse 53°C 10 minutes 1

Activation 95°C 2 minutes 1

Dénaturation 95°C 3 secondes

40

Hybridation/élongation 60°C 30 secondes

10.

Cliquez sur Save As (enregistrer sous), saisissez un nom de fichier, puis cliquez sur Save (enregistrer).

11.

Ouvrez de nouveau le fichier pour connecter l’ordinateur à l’instrument, chargez la plaque, puis démarrez le test sur l’instrument de PCR temps réel.

12.

À la fin du test, ouvrez le fichier SDS dans le SDS Software v1.4.1. Analysez, puis enregistrez le fichier.

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

33

ce d’utilisation

Effectuer la RT-PCR avec

6

Applied Biosystems™ 7500 Fast

Real‑Time PCR Instrument

■

Calibration des fluorophores pour la série 7500 Real‑Time PCR Instrument .................................. 34

■

Transférer le fichier de modèle (SDT ou EDT) pour le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument .......... 35

■

Configurer et utiliser le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument (SDS Software v1.5.1) .................... 35

■

Configurer et utiliser le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument (7500 Software v2.3) ....................... 37

Calibration des fluorophores pour la série 7500 Real‑Time PCR Instrument

Un instrument maintenu est calibré pour de nombreux fluorophores. En plus de ces fluorophores, l’opérateur doit calibrer l’instrument pour les fluorophores ABY™ et JUN™ utilisés avec ce kit. Pour tous les autres tests, reportez-vous au processus de calibration standard.

34

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Noti

Chapitre 6 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument

Transférer le fichier de modèle (SDT ou EDT) pour le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument

Le fichier de modèle (SDT ou EDT) contient les paramètres d’analyse d’un instrument. Il est installé sur l’ordinateur où se trouve l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software et doit être transféré à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode vers l’ordinateur sur lequel le logiciel de collecte des données de l’instrument est installé.

IMPORTANT !

de collecte des données. Le non-respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

1.

Sur l’ordinateur où est installé l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software, accédez au répertoire suivant (où <…> est le répertoire d’installation) :

<…>\Applied Biosystems\COVID-19 Interpretive Software\Client\docs\User Documents

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument et au logiciel

6

2.

Version du logiciel de collecte

SDS Software v1.5.1

7500 Software v2.3

Sélectionnez le fichier SDT ou EDT adapté à la version du logiciel de l’instrument que vous utilisez :

des données

TaqPath COVID-19 Kit Template 7500fast sds1_5_1 v1-4.sdt

TaqPath COVID-19 Kit Template 7500fast sds2_3 v1-2.edt

3.

Transférez le fichier SDT ou EDT approprié vers l’ordinateur sur lequel est installé votre logiciel de collecte des données à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode.

Fichier de modèle

Configurer et utiliser le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument (SDS Software v1.5.1)

Cette procédure est spécifique au 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument qui utilise le SDS Software v1.5.1.

Pour plus d’informations sur l’instrument, voir les documents répertoriés dans “Documentation connexe” en page 72.

1.

À l’aide du SDS Software v1.5.1, accédez au fichier de modèle approprié.

a.

Créer une expérience.

b.

Dans le champ Template (Modèle), accédez au fichier SDT que vous avez transféré dans “Transférer le fichier de modèle (SDT ou EDT) pour le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument”

en page 35, puis ouvrez-le.

IMPORTANT !

de collecte des données. Le non-respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument et au logiciel

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

35

Chapitre 6 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument

6

Configurer et utiliser le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument (SDS Software v1.5.1)

2.

Vérifiez les paramètres de test dans le modèle et ajustez-les si nécessaire.

•

Assay (Analyse) : Standard Curve (Absolute Quantitation) (Courbe standard [Quantification absolue])

•

Run mode (Mode test) : Standard 7500

•

Passive reference (Référence passive) : None (Aucune)

•

3.

Sample volume (Volume d’échantillon) : 25 µl

IMPORTANT !

La référence passive doit être réglée sur None (aucune).

Vérifiez que les reporters et les détecteurs sont correctement associés dans le Detector Manager (Gestionnaire du détecteur) dans le menu Tools (Outils).

Reporter Détecteur

FAM ORF1ab

VIC Gène N

ABY Gène S

JUN MS2

4.

Vérifiez que les cibles ci-dessus sont affectées à chaque puits selon le plan de plaque.

5.

Vérifiez la dénomination des puits de contrôles.

•

Le modèle a un contrôle positif (PC) et un contrôle négatif (NC) affectés aux puits pour référence.

•

Déplacez les attributions des puits de contrôles en copiant les puits de contrôles existants et en les collant en fonction de leur emplacement réel sur la plaque physique.

6.

Pour les puits avec un contrôle positif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur Standard.

7.

Pour les puits avec un contrôle négatif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur NTC.

8.

Modifiez le plan de plaque pour attribuer un nom d’échantillon unique à chaque puits dans la plaque physique.

Pour les puits avec un échantillon patient, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur Unknown (Inconnu) pour tous les détecteurs.

Remarque : Les puits qui n’ont pas de nom d’échantillon ne seront pas analysés par le logiciel.

36

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

9.

10.

11.

12.

Chapitre 6 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument

Configurer et utiliser le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument (7500 Software v2.3)

Confirmez le protocole thermique.

Étape Température Durée Nombre de cycles

Incubation UNG 25°C 2 minutes 1

Transcription inverse 53°C 10 minutes 1

Activation 95°C 2 minutes 1

Dénaturation 95°C 3 secondes

Hybridation/élongation 60°C 30 secondes

Cliquez sur Save As (enregistrer sous), saisissez un nom de fichier, puis cliquez sur Save (enregistrer).

Ouvrez à nouveau le fichier, chargez la plaque, puis démarrez le test sur l’instrument.

À la fin du test, ouvrez le fichier SDS dans le SDS Software v1.5.1. Analysez, puis enregistrez le fichier.

40

6

Configurer et utiliser le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument (7500 Software v2.3)

Cette procédure est spécifique au 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument qui utilise le SDS Software v2.3.

Pour plus d’informations sur l’instrument, voir les documents répertoriés dans “Documentation connexe” en page 72.

1.

Dans la page d’accueil du 7500 Software v2.3, cliquez sur Template (Modèle).

2.

Accédez au fichier EDT que vous avez transféré dans “Transférer le fichier de modèle (SDT ou EDT) pour le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument” en page 35, puis ouvrez‑le.

IMPORTANT !

de collecte des données. Le non-respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

3.

Dans la fenêtre Experiment Properties (Propriétés de l’expérience), entrez ou validez les informations suivantes :

•

Experiment name (Nom de l’expérience) : Saisissez un nom unique

•

Instrument type (Type d’instrument) : 7500 Fast (96 wells) (96 puits)

•

Type of experiment (Type d’expérience) : Quantitation - Standard Curve (quantification, courbe standard)

•

Reagents (Réactifs) : TaqMan™

•

Ramp Speed (Vitesse de rampe) : Standard (Standard)

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument et au logiciel

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

37

Chapitre

6

Effectuer

la RT-

PCR à l’aide

d’Applied

Biosyst

ems™

7500

Fast Real‑Time PCR Instrument

6

Configurer et utiliser le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument (7500 Software v2.3)

4.

Dans la fenêtre Plate Setup (Configuration de la plaque), vérifiez dans l’onglet Define Targets and Samples (Définir les cibles et les échantillons) et dans le volet Define Targets (Définir les cibles) que les cibles, les reporters et les extincteurs sont correctement listés.

Cible Reporter Extincteur

ORF1ab FAM Aucun

Gène N. VIC Aucun

Gène S. ABY Aucun

MS2 JUN Aucun

5.

Dans la fenêtre Plate Setup (Configuration de la plaque), vérifiez la dénomination des puits de contrôles dans l’onglet Define Targets and Samples (Définir les cibles et les échantillons) et dans le volet Define Samples (Définir les échantillons).

•

Le modèle a un contrôle positif (PC) et un contrôle négatif (NC) affectés aux puits pour référence.

•

Déplacez les attributions des puits de contrôles en copiant les puits de contrôles existants et en les collant en fonction de leur emplacement réel sur la plaque physique.

•

Pour inclure des contrôles supplémentaires, sélectionnez Add New Sample (Ajouter un nouvel échantillon).

6.

Sélectionnez Add New Sample (Ajouter un nouvel échantillon) pour attribuer un nom d’échantillon unique à chaque puits dans la plaque physique.

7.

Dans la fenêtre Plate Setup (Configuration de la plaque), vérifiez dans l’onglet Assign Targets and Samples (Attribuer les cibles et les échantillons) que quatre cibles sont attribuées à

chaque puits dans le plan de plaque. Pour associer une cible ou un échantillon à un puits, sélectionnez le puits, puis cochez la case Assign (Attribuer).

Remarque : Les puits qui n’ont pas de nom d’échantillon ne seront pas analysés par le logiciel.

8.

Pour les puits avec un contrôle positif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur S, pour Standard.

9.

Pour les puits avec un contrôle négatif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur N, pour Negative (Négatif).

10.

Pour les puits avec un échantillon patient, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur U, pour Unknown (Inconnu).

11.

Vérifiez que Passive Reference (Référence passive) est réglé sur None (Aucune).

38

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 6 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument

Configurer et utiliser le 7500 Fast Real‑Time PCR Instrument (7500 Software v2.3)

6

12.

Dans la fenêtre Run Method (Méthode de test), vérifiez que le Reaction Volume Per Well (Volume réactionnel par puits) est de 25 μl, puis vérifiez le protocole thermique.

Étape Température Durée Nombre de cycles

Incubation UNG 25°C 2 minutes 1

Transcription inverse 53°C 10 minutes 1

Activation 95°C 2 minutes 1

Dénaturation 95°C 3 secondes

Hybridation/élongation 60°C 30 secondes

13.

Sélectionnez Start Run (Démarrer le test), saisissez un nom de fichier, puis cliquez sur Save

40

(Enregistrer).

14.

À la fin du test, cliquez sur Analyze (Analyser), puis enregistrez le fichier.

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

39

Effectuer la RT-PCR avec

7

Applied Biosystems™ 7500

Real‑Time PCR Instrument

■

Calibration des fluorophores pour la série 7500 Real‑Time PCR Instrument .................................. 40

■

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le 7500 Real‑Time PCR Instrument .............................. 41

■

Configurer et utiliser le 7500 Real‑Time PCR Instrument ................................................................. 41

Calibration des fluorophores pour la série 7500 Real‑Time PCR Instrument

Un instrument maintenu est calibré pour de nombreux fluorophores. En plus de ces fluorophores, l’opérateur doit calibrer l’instrument pour les fluorophores ABY™ et JUN™ utilisés avec ce kit. Pour tous les autres tests, reportez-vous au processus de calibration standard.

IMPORTANT !

fourni” en page 9.

Utilisez uniquement les plaques de calibration indiquées dans “Matériel requis non

40

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

7

Chapitre 7 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500 Real‑Time PCR Instrument

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le 7500 Real‑Time PCR Instrument

Le fichier de modèle (EDT) contient les paramètres d’analyse d’un instrument. Il est installé sur l’ordinateur où se trouve l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software et doit être transféré à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode vers l’ordinateur sur lequel le 7500 Software v2.3 est installé.

IMPORTANT !

cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

1.

Sur l’ordinateur où est installé l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software, accédez au répertoire suivant (où <…> est le répertoire d’installation) :

<…>\Applied Biosystems\COVID-19 Interpretive Software\Client\docs\User Documents

2.

Sélectionnez le fichier EDT :

TaqPath COVID-19 Kit Template 7500std sds2_3 v1-2.edt

3.

À l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode, transférez le fichier EDT approprié vers l’ordinateur sur lequel votre logiciel de collecte des données est installé.

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument. Le non-respect de

7

Configurer et utiliser le 7500 Real‑Time PCR Instrument

Cette procédure est spécifique au 7500 Real‑Time PCR Instrument qui utilise le 7500 Software v2.3.

Pour plus d’informations sur l’instrument, voir les documents répertoriés dans “Documentation connexe” en page 72.

1.

Dans la page d’accueil du 7500 Software v2.3, cliquez sur Template (Modèle).

2.

Accédez au fichier de modèle que vous avez transféré dans “Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le 7500 Real‑Time PCR Instrument” en page 41, puis ouvrez-le.

IMPORTANT !

respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

3.

Dans la fenêtre Experiment Properties (Propriétés de l’expérience), entrez ou validez les informations suivantes :

•

Experiment name (Nom de l’expérience) : Saisissez un nom unique

•

Instrument type (Type d’instrument) : 7500 (96 wells) (96 puits)

•

Type of experiment (Type d’expérience) : Quantitation - Standard Curve (quantification, courbe standard)

•

Reagents (Réactifs) : TaqMan™

•

Ramp Speed (Vitesse de rampe) : Standard (Standard)

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument. Le non-

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

41

Chapitre 7 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500 Real‑Time PCR Instrument

7

Configurer et utiliser le 7500 Real‑Time PCR Instrument

4.

Dans la fenêtre Plate Setup (Configuration de la plaque), vérifiez dans l’onglet Define Targets and Samples (Définir les cibles et les échantillons) et dans le volet Define Targets (Définir les cibles) que les cibles, les reporters et les extincteurs sont correctement listés.

Cible Reporter Extincteur

ORF1ab FAM Aucun

Gène N. VIC Aucun

Gène S. ABY Aucun

MS2 JUN Aucun

5.

Dans la fenêtre Plate Setup (Configuration de la plaque), vérifiez la dénomination des puits de contrôles dans l’onglet Define Targets and Samples (Définir les cibles et les échantillons) et dans le volet Define Samples (Définir les échantillons).

•

Le modèle a un contrôle positif (PC) et un contrôle négatif (NC) affectés aux puits pour référence.

•

Déplacez les attributions des puits de contrôles en copiant les puits de contrôles existants et en les collant en fonction de leur emplacement réel sur la plaque physique.

Pour inclure des contrôles supplémentaires, sélectionnez Add New Sample (Ajouter un nouvel échantillon).

6.

Sélectionnez Add New Sample (Ajouter un nouvel échantillon) pour attribuer un nom d’échantillon unique à chaque puits dans la plaque physique.

7.

Dans la fenêtre Plate Setup (Configuration de la plaque), vérifiez dans l’onglet Assign Targets and Samples (Attribuer les cibles et les échantillons) que quatre cibles sont attribuées à

chaque puits dans le plan de plaque. Pour associer une cible ou un échantillon à un puits, sélectionnez le puits, puis cochez la case Assign (Attribuer).

Remarque : Les puits qui n’ont pas de nom d’échantillon ne seront pas analysés par le logiciel.

8.

Pour les puits avec un contrôle positif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur S, pour Standard.

9.

Pour les puits avec un contrôle négatif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur N, pour Negative (Négatif).

10.

Pour les puits avec un échantillon patient, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur U, pour Unknown (Inconnu).

11.

Vérifiez que Passive Reference (Référence passive) est réglé sur None (Aucune).

42

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

12.

Dans la fenêtre Run Method (Méthode de test), vérifiez que le Reaction Volume Per Well (Volume réactionnel par puits) est de 25 μl, puis vérifiez le protocole thermique.

Incubation UNG 25°C 2 minutes 1

Transcription inverse 53°C 10 minutes 1

Activation 95°C 2 minutes 1

Dénaturation 95°C 3 secondes

Hybridation/élongation 60°C 30 secondes

13.

Sélectionnez Start Run (Démarrer le test), saisissez un nom de fichier, puis cliquez sur Save (Enregistrer).

14.

À la fin du test, cliquez sur Analyze (Analyser), puis enregistrez le fichier.

Chapitre 7 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ 7500 Real‑Time PCR Instrument

Configurer et utiliser le 7500 Real‑Time PCR Instrument

Étape Température Durée Nombre de cycles

40

7

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

43

Effectuer la RT-PCR

8

avec Applied Biosystems

QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR

Instrument

■

Calibration des fluorophores pour QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument ............................. 44

■

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument ............ 45

■

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument ............................................... 45

■

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument ............................................... 47

Calibration des fluorophores pour QuantStudio™ 5

™

Real‑Time PCR Instrument

Un instrument maintenu est calibré pour tous les fluorophores utilisés avec ce kit. Vérifiez que les calibrations des fluorophores FAM™, VIC™, ABY™ et JUN™ sont valides. Si une calibration est nécessaire, reportez‑vous au processus de calibration standard dans le guide d’utilisation de l’instrument.

44

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

8

Chapitre 8 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le QuantStudio 5 Real‑Time PCR Instrument

Le fichier de modèle (EDT) contient les paramètres d’analyse d’un instrument. Il est installé sur l’ordinateur où se trouve l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software et doit être transféré à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode vers l’ordinateur sur lequel le QuantStudio™ Design and Analysis Desktop Software v1.5.1 est installé.

IMPORTANT !

Le non-respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

1.

Sur l’ordinateur où est installé l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software, accédez au répertoire suivant (où <…> est le répertoire d’installation) :

<…>\Applied Biosystems\COVID-19 Interpretive Software\Client\docs\User Documents

2.

Sélectionnez le fichier EDT adapté à votre instrument.

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument et au type de bloc.

Instrument Fichier de modèle

™

8

QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument (bloc à 96 puits, 0,1 ml)

QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument (bloc à 96 puits, 0,2 ml)

QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument (bloc à 384 puits)

3.

Transférez le fichier EDT vers l’ordinateur sur lequel est installé le QuantStudio™ Design and Analysis Desktop Software v1.5.1 à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode.

TaqPath COVID-19 Kit Template QS5 0_1ml_da1_5_1 v2-2.edt

TaqPath COVID-19 Kit Template QS5 0_2ml_da1_5_1 v2-2.edt

TaqPath COVID-19 Kit Template QS5 384_da1_5_1 v2-2.edt

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

Pour plus d’informations sur l’instrument, voir les documents répertoriés dans “Documentation connexe” en page 72.

1.

Dans la case New Experiment (Nouvelle expérience) du QuantStudio™ Design and Analysis Desktop Software v1.5.1, sélectionnez Create New Experiment (Créer une expérience)Template (Modèle).

2.

Accédez au fichier EDT que vous avez transféré dans “Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument” en page 45, puis ouvrez-le.

IMPORTANT !

bloc. Le non-respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument et au type de

45

Chapitre 8 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

3.

Dans l’onglet Properties (Propriétés), entrez ou validez les informations suivantes.

•

Name (Nom) : Saisissez un nom unique

•

Instrument type (Type d’instrument) : QuantStudio™ 5 System

•

Block type (Type de bloc) : 96-Well 0.2 mL Block (bloc à 96 puits 0,2 ml) ou 96-Well

0.1 mL Block (bloc à 96 puits 0,1 ml)

•

Experiment type (Type d’expérience) : Standard Curve (Courbe standard)

•

Chemistry (Chimie) : TaqMan™ Reagents (Réactifs TaqMan™)

•

Run Mode (Mode test) : Standard (Standard)

4.

Dans l’onglet Method (Méthode), vérifiez que le Volume est 25 µl, puis vérifiez le protocole thermique.

Étape Température Durée Nombre de cycles

Incubation UNG 25°C 2 minutes 1

Transcription inverse 53°C 10 minutes 1

Activation 95°C 2 minutes 1

Dénaturation 95°C 3 secondes

Hybridation/élongation 60°C 30 secondes

40

5.

Dans l’onglet Plate (Plaque), cliquez sur Quick Setup (Configuration rapide).

6.

Dans le volet Plate Attributes (Propriétés de la plaque), vérifiez que Passive Reference (Référence passive) est réglé sur None (Aucune).

7.

Dans l’onglet Plate (Plaque), cliquez sur Advanced Setup (Configuration avancée).

8.

Dans le tableau Targets (Cibles), vérifiez que les reporters et les cibles sont corrects.

Reporter Détecteur Extincteur

FAM ORF1ab Aucun

VIC Gène N Aucun

ABY Gène S Aucun

JUN MS2 Aucun

9.

Vérifiez que les cibles ci-dessus sont affectées à chaque puits selon le plan de plaque.

10.

Dans le volet du plan de plaque, vérifiez la dénomination des puits de contrôles.

•

Le modèle a un contrôle positif (PC) et un contrôle négatif (NC) affectés aux puits pour référence.

•

Déplacez les attributions des puits de contrôles en copiant les puits de contrôles existants et en les collant en fonction de leur emplacement réel sur la plaque physique.

11.

Pour toutes les cibles situées dans le puits de contrôle positif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur S (Standard).

46

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 8 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

8

12.

Pour toutes les cibles situées dans le puits de contrôle négatif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur N (Contrôle négatif).

13.

Dans le tableau Samples (Échantillons), cliquez sur Add (Ajouter) pour définir les noms des échantillons. Créez un nom d’échantillon unique pour chaque puits dans la plaque physique.

14.

Pour attribuer un échantillon à un puits, sélectionnez le puits dans le plan de plaque, puis sélectionnez l’échantillon dans le tableau Samples (Échantillons).

Pour toutes les cibles situées dans les puits d’échantillons patient, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur U (Unknown) (Inconnu).

Remarque : Les puits qui n’ont pas de nom d’échantillon ne seront pas analysés par le logiciel.

15.

Dans l’onglet Run (Test), cliquez sur Start Run (Démarrer le test), puis sélectionnez votre instrument dans la liste déroulante.

16.

Entrez un nom de fichier dans la boîte de dialogue qui vous invite à enregistrer le fichier de test, puis enregistrez le fichier.

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

Pour plus d’informations sur l’instrument, voir les documents répertoriés dans “Documentation connexe” en page 72.

1.

Dans la case New Experiment (Nouvelle expérience) du QuantStudio™ Design and Analysis Desktop Software v1.5.1, sélectionnez Create New Experiment (Créer une expérience)Template (Modèle).

2.

Accédez au fichier EDT que vous avez transféré dans “Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument” en page 45, puis ouvrez-le.

IMPORTANT !

bloc. Le non-respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

3.

Dans l’onglet Properties (Propriétés), entrez ou validez les informations suivantes.

•

Name (Nom) : saisissez un nom

•

Instrument type (Type d’instrument) : QuantStudio™ 5 System

•

Block type (Type de bloc) : 384-well Block (Bloc à 384 puits)

•

Experiment type (Type d’expérience) : Standard Curve (Courbe standard)

•

Chemistry (Chimie) : TaqMan™ Reagents (Réactifs TaqMan™)

•

Run Mode (Mode test) : Standard (Standard)

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument et au type de

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

47

Chapitre 8 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

8

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

4.

Dans l’onglet Method (Méthode), vérifiez que le Volume est 20 µl, puis vérifiez le protocole thermique.

Étape Température Durée Nombre de cycles

Incubation UNG 25°C 2 minutes 1

Transcription inverse 53°C 10 minutes 1

Activation 95°C 2 minutes 1

Dénaturation 95°C 3 secondes

Hybridation/élongation 60°C 30 secondes

5.

Dans l’onglet Plate (Plaque), cliquez sur Quick Setup (Configuration rapide).

6.

Dans le volet Plate Attributes (Propriétés de la plaque), vérifiez que Passive Reference

40

(Référence passive) est réglé sur None (Aucune).

7.

Dans l’onglet Plate (Plaque), cliquez sur Advanced Setup (Configuration avancée).

8.

Dans le tableau Targets (Cibles), vérifiez que les reporters et les cibles sont corrects.

Reporter Détecteur Extincteur

FAM ORF1ab Aucun

VIC Gène N Aucun

ABY Gène S Aucun

JUN MS2 Aucun

9.

Vérifiez que les cibles ci-dessus sont affectées à chaque puits selon le plan de plaque.

10.

Dans le volet du plan de plaque, vérifiez la dénomination des puits de contrôles.

•

Le modèle a un contrôle positif (PC) et un contrôle négatif (NC) affectés aux puits pour référence.

•

Déplacez les attributions des puits de contrôles en copiant les puits de contrôles existants et en les collant en fonction de leur emplacement réel sur la plaque physique.

Remarque : Si des échantillons provenant de plusieurs extractions d’ARN sont inclus sur la même plaque RT‑PCR à 384 puits, il faut inclure un contrôle négatif pour chaque extraction d’ARN sur la plaque RT‑PCR à 384 puits (voir “Consignes relatives à la RT-PCR” en page 20). Libellez chaque contrôle négatif en lui donnant un nom unique, par exemple NC1, NC2, NC3 et NC4.

11.

Pour toutes les cibles situées dans le puits de contrôle positif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur S (Standard).

12.

Pour toutes les cibles situées dans le puits de contrôle négatif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur N (Contrôle négatif).

48

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 8 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Real‑Time PCR Instrument

8

13.

Dans le tableau Samples (Échantillons), cliquez sur Add (Ajouter) pour définir les noms. Créez un nom d’échantillon unique pour chaque puits dans la plaque physique.

Le modèle a un contrôle positif et un contrôle négatif affectés aux puits pour référence. Si des puits de contrôles supplémentaires sont requis, chaque puits de contrôle doit avoir un nom unique.

14.

Pour attribuer un échantillon à un puits, sélectionnez le puits dans le plan de plaque, puis sélectionnez l’échantillon dans le tableau Samples (Échantillons).

Pour toutes les cibles situées dans les puits d’échantillons patient, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur U (Unknown) (Inconnu).

Remarque : Les puits qui n’ont pas de nom d’échantillon ne seront pas analysés par le logiciel.

15.

Dans l’onglet Run (Test), cliquez sur Start Run (Démarrer le test), puis sélectionnez votre instrument dans la liste déroulante.

16.

Entrez un nom de fichier dans la boîte de dialogue qui vous invite à enregistrer le fichier de test, puis enregistrez le fichier.

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

49

Effectuer la RT-PCR

9

avec Applied Biosystems

QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR

Instrument

■

Calibration des fluorophores pour QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument ....................... 50

■

QuantStudio™ 5 Dx TD Software ...................................................................................................... 51

■

QuantStudio™ 5 Dx IVD Software..................................................................................................... 54

Calibration des fluorophores pour QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument

™

Un instrument maintenu est calibré pour tous les fluorophores utilisés avec ce kit. Vérifiez que les calibrations des fluorophores FAM™, VIC™, ABY™ et JUN™ sont valides. Pour tous les autres tests, reportez-vous au processus de calibration standard.

50

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 9 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument

QuantStudio™ 5 Dx TD Software

Suivez les procédures de cette section si vous utilisez le QuantStudio™ 5 Dx TD Software .

Si vous utilisez le QuantStudio™ 5 Dx IVD Software , voir “QuantStudio™ 5 Dx IVD Software” en

page 54.

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument (QuantStudio™ 5 Dx TD Software )

Le fichier de modèle (EDT) contient les paramètres de test d’un instrument. Il est installé sur l’ordinateur sur lequel se trouve Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software et doit être transféré à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode vers l’ordinateur sur lequel le QuantStudio™ 5 Dx TD Software est installé.

1.

Sur l’ordinateur où est installé l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software, accédez au répertoire suivant (où <…> est le répertoire d’installation) :

<…>\Applied Biosystems\COVID-19 Interpretive Software\Client\docs\User Documents

9

2.

Sélectionnez le fichier EDT :

TaqPath COVID-19 Kit Template QS5 Dx_da1_0_2 v2-2.edt

3.

Transférez le fichier EDT vers l’ordinateur sur lequel est installé le QuantStudio™ 5 Dx TD Software , à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode.

IMPORTANT !

du logiciel que vous utilisez. Le non-respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à l’instrument et à la version

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument (QuantStudio™ 5 Dx TD Software )

Pour plus d’informations sur le QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument, voir les documents répertoriés dans “Documentation connexe” en page 72.

1.

Dans la case New Experiment (Nouvelle expérience) du QuantStudio™ 5 Dx TD Software , sélectionnez Create New Experiment (Créer une expérience)Template (Modèle).

2.

Accédez au fichier EDT que vous avez transféré dans “Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument (QuantStudio™ 5 Dx TD Software )” en page 51, puis ouvrez-le.

IMPORTANT !

Le non-respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à l’instrument et au type de bloc.

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

51

Chapitre 9 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument

9

QuantStudio™ 5 Dx TD Software

3.

Dans l’onglet Properties (Propriétés), entrez ou validez les informations suivantes.

•

Name (Nom) : Saisissez un nom unique

•

Instrument type (Type d’instrument) : QuantStudio™ 5 Dx System

•

Block type (Type de bloc) : 96-Well 0.2-mL Block (Bloc à 96 puits 0,2 ml)

•

Experiment type (Type d’expérience) : Standard Curve (Courbe standard)

•

Chemistry (Chimie) : TaqMan™ Reagents (Réactifs TaqMan™)

•

Run Mode (Mode test) : Standard (Standard)

4.

Dans l’onglet Method (Méthode), vérifiez que le Volume est 25 µl puis vérifiez le protocole thermique.

Étape Température Durée Nombre de cycles

Incubation UNG 25°C 2 minutes 1

Transcription inverse 53°C 10 minutes 1

Activation 95°C 2 minutes 1

Dénaturation 95°C 3 secondes

Hybridation/élongation 60°C 30 secondes

40

5.

Dans l’onglet Plate (Plaque), cliquez sur Quick Setup (Configuration rapide).

6.

Dans le volet Plate Attributes (Propriétés de la plaque), vérifiez que Passive Reference (Référence passive) est réglé sur None (Aucune).

7.

Dans l’onglet Plate (Plaque), cliquez sur Advanced Setup (Configuration avancée).

8.

Dans le tableau Targets (Cibles), vérifiez que les reporters et les cibles sont corrects.

Reporter Détecteur Extincteur

FAM ORF1ab Aucun

VIC Gène N Aucun

ABY Gène S Aucun

JUN MS2 Aucun

9.

Vérifiez que les cibles ci-dessus sont affectées à chaque puits selon le plan de plaque.

10.

Dans le volet du plan de plaque, vérifiez la dénomination des puits de contrôles.

•

Le modèle a un contrôle positif (PC) et un contrôle négatif (NC) affectés aux puits pour référence.

•

Déplacez les attributions des puits de contrôles en copiant les puits de contrôles existants et en les collant en fonction de leur emplacement réel sur la plaque physique.

11.

Pour toutes les cibles situées dans le puits de contrôle positif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur S (Standard).

52

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 9 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument

QuantStudio™ 5 Dx TD Software

9

12.

Pour toutes les cibles situées dans le puits de contrôle négatif, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur N (Contrôle négatif).

13.

Dans le tableau Samples (Échantillons), cliquez sur Add (Ajouter) pour définir les noms des échantillons. Créez un nom d’échantillon unique pour chaque puits dans la plaque physique.

14.

Pour attribuer un échantillon à un puits, sélectionnez le puits dans le plan de plaque, puis sélectionnez l’échantillon dans le tableau Samples (Échantillons).

Pour toutes les cibles situées dans les puits d’échantillons patient, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur U (Unknown) (Inconnu).

Remarque : Les puits qui n’ont pas de nom d’échantillon ne seront pas analysés par le logiciel.

15.

Dans l’onglet Run (Test), cliquez sur Start Run (Démarrer le test), puis sélectionnez votre instrument dans la liste déroulante.

16.

Entrez un nom de fichier dans la boîte de dialogue qui vous invite à enregistrer le fichier de test, puis enregistrez le fichier.

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

53

Chapitre 9 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument

9

QuantStudio™ 5 Dx IVD Software

Suivez les procédures de cette section si vous utilisez le QuantStudio™ 5 Dx IVD Software .

Si vous utilisez le QuantStudio™ 5 Dx TD Software , voir “QuantStudio™ 5 Dx TD Software” en page 51.

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour le QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument (QuantStudio™ 5 Dx IVD Software )

Le fichier de modèle (EDT) contient les paramètres de test d’un instrument. Il est installé sur l’ordinateur sur lequel se trouve Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software et doit être transféré à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode vers l’ordinateur sur lequel le QuantStudio™ 5 Dx IVD Software est installé.

1.

Sur l’ordinateur où est installé l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software, accédez au répertoire suivant (où <…> est le répertoire d’installation) :

<…>\Applied Biosystems\COVID-19 Interpretive Software\Client\docs\User Documents

2.

Sélectionnez le fichier EDT :

TaqPath COVID-19 Kit Template QS5 Dx_da1_0_2_CE_IVD v2-2.edt

3.

Transférez le fichier EDT vers l’ordinateur sur lequel est installé le QuantStudio™ 5 Dx IVD Software , à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode.

IMPORTANT !

du logiciel que vous utilisez. Le non-respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

Le modèle doit être installé dans le QuantStudio™ 5 Dx IVD Software avant le démarrage du test. Voir “Installer un fichier de modèle dans le QuantStudio™ 5 Dx IVD Software” en page 54.

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à l’instrument et à la version

Installer un fichier de modèle dans le QuantStudio™ 5 Dx IVD Software

Pour installer un modèle, l’utilisateur connecté doit avoir la permission SAE pour la fonction Manage Installed Templates (Gérer les modèles installés). Pour plus d’informations sur les permissions SAE,

voir le QuantStudio™ 5 Dx TD Software – Guide de l’utilisateur (Pub. Nº 100061662).

1.

Ouvrir le QuantStudio™ 5 Dx IVD Software .

2.

À l’invite, connectez-vous avec un compte utilisateur disposant des permissions appropriées.

3.

Dans la barre de menus, sélectionnez Tools (Outils)Template Menu (Menu Modèle).

4.

Cliquez sur Install (Installer), puis sur Yes (Oui) pour confirmer le Template Installation Agreement (Accord d’installation du modèle).

5.

Accédez au fichier de modèle qui a été transféré, puis cliquez sur Open (Ouvrir). Le modèle est désormais installé et accessible dans le Template Menu (Menu Modèle).

6.

Cliquez sur Close (Fermer).

54

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 9 Effectuer la RT-PCR à l’aide d’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument

QuantStudio™ 5 Dx IVD Software

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument (QuantStudio™ 5 Dx IVD Software )

Pour plus d’informations sur le QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument, voir les documents répertoriés dans “Documentation connexe” en page 72.

IMPORTANT !

dans le puits A12 et le contrôle négatif doit être placé dans le puits A1 sur la plaque physique.

1.

Dans la case New Experiment (Nouvelle expérience) du QuantStudio™ 5 Dx IVD Software , sélectionnez Experiment Setup (Configurer une expérience).

2.

Sélectionnez le fichier de modèle que vous avez installé dans le “Installer un fichier de modèle dans le QuantStudio™ 5 Dx IVD Software” en page 54.

3.

Cliquez sur Create New Experiment (Créer une expérience).

4.

Dans le tableau Samples (Échantillons), cliquez sur Add (Ajouter) pour définir les noms des échantillons. Créez un nom d’échantillon unique pour chaque puits dans la plaque physique.

Lorsque le QuantStudio™ 5 Dx IVD Software est utilisé, le contrôle positif doit être placé

9

5.

Pour attribuer un échantillon à un puits, sélectionnez le puits dans le plan de plaque, puis sélectionnez l’échantillon dans le tableau Samples (Échantillons).

Remarque : Les puits qui n’ont pas de nom d’échantillon ne seront pas analysés par le logiciel.

6.

Dans l’onglet Run (Test), cliquez sur Start Run (Démarrer le test), puis sélectionnez votre instrument dans la liste déroulante.

La boîte de dialogue Enter Reason for Change (Saisir un motif de modification) s’affiche.

7.

Dans la boîte de dialogue Enter Reason for Change (Saisir un motif de modification), cliquez sur OK.

8.

Entrez le nom de fichier dans la boîte de dialogue qui vous invite à enregistrer le fichier de test, puis enregistrez le fichier.

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

55

Effectuer la RT‑PCR

10

avec Applied Biosystems

QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR

Instrument (bloc à 384 puits)

■

Calibration des fluorophores pour QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument ..................... 56

■

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour l’QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR

Instrument (bloc à 384 puits) ............................................................................................................ 57

■

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument (bloc à 384 puits) .......... 57

Calibration des fluorophores pour QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument

™

Un instrument maintenu est calibré pour de nombreux fluorophores. En plus de ces fluorophores, l’opérateur doit calibrer l’instrument pour les fluorophores ABY™ et JUN™ utilisés avec ce kit. Pour tous les autres tests, reportez-vous au processus de calibration standard.

56

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 10 Effectuer la RT‑PCR à l’aide de l’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument

(bloc à 384 puits)

Transférer le fichier de modèle (EDT) pour l’QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument (bloc à 384 puits)

Le fichier de modèle (EDT) contient les paramètres d’analyse d’un instrument. Il est installé sur l’ordinateur où se trouve l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software et doit être transféré à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode sur l’ordinateur sur lequel le QuantStudio™ Real‑Time PCR Software v1.3 est installé.

IMPORTANT !

Le non-respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

1.

Sur l’ordinateur où est installé l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software, accédez au répertoire suivant (où <…> est le répertoire d’installation) :

<…>\Applied Biosystems\COVID-19 Interpretive Software\Client\docs\User Documents

2.

Sélectionnez le fichier EDT :

TaqPath COVID-19 Kit Template QS7 384 1_3 v2-2.edt

3.

Transférez le fichier EDT vers l’ordinateur sur lequel est installé le QuantStudio™ Real‑Time PCR Software v1.3 à l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode.

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument et au type de bloc.

10

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument (bloc à 384 puits)

Pour plus d’informations sur l’instrument, voir les documents répertoriés dans “Documentation connexe” en page 72.

1.

Dans l’écran d’accueil du QuantStudio™ Real‑Time PCR Software v1.3, cliquez sur Template (Modèle).

2.

Accédez au fichier EDT que vous avez transféré dans “Transférer le fichier de modèle (EDT) pour l’QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument (bloc à 384 puits)” en page 57, puis ouvrez‑le.

IMPORTANT !

bloc. Le non-respect de cette règle peut entraîner la survenue d’erreurs pendant l’analyse.

3.

Dans l’onglet Experiment Properties (Propriétés de l’expérience), entrez ou validez les informations suivantes.

•

Experiment Name (Nom de l’expérience) : saisissez un nom unique

•

Instrument type (Type d’instrument) : QuantStudio™ 7 Flex System

•

Block (Bloc) : 384-well (384 puits)

•

Type of experiment (Type d’expérience) : Standard Curve (Courbe standard)

•

Reagents (Réactifs) : TaqMan™

•

Properties (Propriétés) : Standard (Standard)

Veillez à sélectionner le fichier de modèle adapté à votre instrument et au type de

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

57

d’utilisation

Chapitre 10 Effectuer la RT‑PCR à l’aide de l’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument

10

(bloc à 384 puits)

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument (bloc à 384 puits)

4.

Dans l’onglet Define (Définir), volet Targets (Cibles), vérifiez que les cibles, les reporters et les extincteurs sont correctement listés.

Cible Reporter Extincteur

ORF1ab FAM Aucun

Gène N. VIC Aucun

Gène S. ABY Aucun

MS2 JUN Aucun

5.

Dans l’onglet Define (Définir), volet Samples (Échantillons), définissez un nom d’échantillon unique pour chaque puits dans la plaque physique.

Remarque : Les puits qui n’ont pas de nom d’échantillon ne seront pas analysés par le logiciel.

6.

Dans l’onglet Define (Définir), vérifiez que Passive Reference (Référence passive) est réglé sur None (Aucune).

7.

Dans l’onglet Assign (Attribuer), vérifiez que quatre cibles sont attribuées à chaque puits dans le plan de plaque.

Pour attribuer une cible à un puits, sélectionnez le puits, puis cochez la case Assign (Attribuer).

8.

Dans l’onglet Assign (Attribuer), volet Samples (Échantillons), vérifiez la dénomination des puits de contrôles.

•

Le modèle a un contrôle positif (PC) et un contrôle négatif (NC) affectés aux puits pour référence.

•

Déplacez les attributions des puits de contrôles en copiant les puits de contrôles existants et en les collant en fonction de leur emplacement réel sur la plaque physique.

Remarque : Si la plaque de 384 puits comprend des contrôles négatifs supplémentaires (provenant de séries d’extraction combinées), définissez chaque contrôle négatif supplémentaire et attribuez-le à un puits pour qu’il corresponde à la plaque physique. Donnez à chaque contrôle négatif un nom unique (par exemple, NC1, NC2, NC3 et NC4).

9.

Dans l’onglet Assign (Attribuer), vérifiez les attributions Task (Tâche).

•

Pour les puits avec un contrôle positif (PC), vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur S, pour Standard, pour toutes les cibles.

•

Pour les puits avec un contrôle négatif (NC), vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur N, pour Negative (Négatif), pour toutes les cibles.

•

Pour les puits avec un échantillon patient, vérifiez que Task (Tâche) est réglé sur U, pour Unknown (Inconnu), pour toutes les cibles.

10.

Dans l’onglet Assign (Attribuer), attribuez un nom d’échantillon à chaque puits pour qu’il corresponde à la plaque physique.

Pour attribuer un échantillon à un puits, sélectionnez le puits, puis cochez la case Assign (Attribuer).

58

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice

Chapitre 10 Effectuer la RT-PCR à l’aide de l’Applied Biosystems™ QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument

(bloc à 384 puits)

Configurer et utiliser le QuantStudio™ 7 Flex Real-Time PCR Instrument (bloc à 384 puits)

10

11.

Dans l’onglet Run Method (Méthode de test), vérifiez que le Reaction Volume Per Well (Volume réactionnel par puits) est de 20 µl, puis vérifiez le protocole thermique.

Étape Température Durée Nombre de cycles

Incubation UNG 25°C 2 minutes 1

Transcription inverse 53°C 10 minutes 1

Activation 95°C 2 minutes 1

Dénaturation 95°C 3 secondes

Hybridation/élongation 60°C 30 secondes

12.

Dans l’onglet Run (Test), cliquez sur Start Run (Démarrer le test), puis sélectionnez votre instrument dans la liste déroulante.

13.

Entrez un nom de fichier dans la boîte de dialogue qui vous invite à enregistrer le fichier de test, puis enregistrez le fichier.

40

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

59

Analyse et résultats

11

Obtenir l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software

Pour effectuer une analyse des données et l’interprétation des résultats, vous devez utiliser le logiciel d’interprétation Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software.

Pour obtenir le logiciel, contactez votre équipe locale de maintenance de l’instrument. Passer à l’https://www.thermofisher.com/contactus.

Analyser les données

Pour obtenir des instructions détaillées sur l’utilisation du logiciel, cliquez sur le menu Help (Aide) dans le COVID‑19 Interpretive Software.

1.

À l’aide d’une clé USB ou d’une autre méthode, transférez les fichiers SDS ou EDS depuis l’ordinateur sur lequel se trouve le logiciel de collecte des données vers l’ordinateur où est installé le COVID‑19 Interpretive Software.

2.

Se connecter au COVID‑19 Interpretive Software.

3.

Dans l’écran Home (Accueil), cliquez sur le bouton Import Samples (Importer des échantillons).

4.

Sélectionnez les fichiers SDS ou EDS à importer, puis cliquez sur Open (Ouvrir). Après l’importation, le logiciel analyse les données, effectue une analyse de contrôle qualité (CQ) et calcule les résultats d’interprétation pour chaque échantillon et témoin.

5.

Dans l’écran Home (Accueil), sous Batches (Lots), cliquez sur le lien <Batch ID> ( <Identifiant de lot>) du lot de votre choix pour afficher l’écran Batch Details (Détails

du lot).

•

Dans l’écran Batch Details (Détails du lot), affichez le statut et le résultat de chaque échantillon dans l’onglet Sample Information (Informations d’échantillon).

•

Facultatif : Pour identifier des signes de vortexage ou centrifugation inadapté, sélectionnez l’onglet Amplification Plot (Tracé d’amplification) afin d’afficher la courbe d’amplification de chaque échantillon.

•

Facultatif : Pour renseigner un commentaire pour l'échantillon, sélectionnez l'onglet Amplification Plot (Tracé d'amplification), puis l’onglet Comment (Commentaire).

Saisissez le commentaire, puis cliquez sur Add (Ajouter). Le commentaire apparaîtra dans toutes les exportations (fichiers CSV) et tous les rapports

(fichiers PDF). Il inclut le nom d'utilisateur et la date.

60

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

6.

Pour générer une exportation du lot (fichier CSV), retournez dans l’écran Home (Accueil), cochez la case correspondant au lot, puis cliquez sur Export Batch (Exporter le lot) en haut de l’écran Home (Accueil). Cliquez sur Open folder location (Ouvrir l’emplacement du dossier) dans la boîte de dialogue pour localiser et ouvrir le fichier CSV.

7.

Pour générer un rapport du lot (fichier PDF), cochez la case correspondant au lot, puis cliquez sur Report Batch (Rapport du lot) en haut de l’écran Home (Accueil). Cliquez sur Open folder location (Ouvrir l’emplacement du dossier) dans la boîte de dialogue pour localiser et ouvrir le fichier PDF.

Chapitre 11 Analyse et résultats

Analyser les données

11

11 11

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

61

Chapitre 11 Analyse et résultats

11

Interprétation des résultats

L’interprétation des résultats est effectuée par l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software. Pour plus d’informations sur les valeurs de Ct utilisées par le logiciel pour interpréter les résultats, voir l’Annexe A, “Valeurs limites de Ct pour les cibles d’analyse”.

Contrôle qualité et validité des résultats

Au moins un contrôle négatif et un contrôle positif doivent être présents à chaque test pour l’analyse COVID-19.

Des puits de contrôles négatifs supplémentaires doivent être exécutés pour chaque extraction qui est représentée sur une plaque RT‑PCR temps réel. Tous les puits de contrôles doivent réussir le contrôle qualité pour que la plaque RT‑PCR temps réel soit considérée comme valide.

La validation des résultats est effectuée automatiquement par l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software en fonction de la performance des contrôles positifs et négatifs.

Tableau 6 Échantillons patient

ORF1ab N gene

(Gène N)

S gene

(Gène S)

MS2 Status

(Statut)

Result (Résultat)

Action

NÉG NÉG NÉG NÉG INVALID

(NON

VALIDE)

NÉG NÉG NÉG POS VALID

(VALIDE)

Une seule cible SARS-CoV-2

= POS

POS ou

NÉG

VALID

(VALIDE)

NA (S/O)

SARS-CoV-2

non détecté

Non concluant

pour le SARS-

CoV-2

Répétez le test en extrayant à nouveau l’échantillon d’origine et en répétant la RTPCR. Si le résultat du test répété n’est pas valide, envisagez de prélever un nouvel échantillon.

Communiquez les résultats au prestataire de soins de santé et aux autorités sanitaires publiques compétentes. Envisagez de tester d’autres virus.

1.

Répétez le test en extrayant à nouveau l’échantillon d’origine et en répétant la RT-PCR.

2.

Après avoir répété le test,

communiquez les résultats au

prestataire de soins de santé et

aux autorités sanitaires publiques

compétentes.

IMPORTANT !

le résultat est non concluant pour le SARS-CoV-2 doivent être testés une nouvelle fois.

Les échantillons dont

Si le résultat répété reste non concluant, le prestataire de soins de santé doit effectuer un test de confirmation supplémentaire avec un nouvel échantillon, si cela est cliniquement indiqué.

62

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Tableau

6

Échantillons

patient

(suite)

Chapitre 11 Analyse et résultats

Interprétation des résultats

11

ORF1ab N gene

(Gène N)

Deux cibles SARS-CoV-2 ou

plus = POS

S gene

(Gène S)

MS2 Status

(Statut)

POS ou

NÉG

VALID

(VALIDE)

Result (Résultat)

Positif pour le

SARS-CoV-2

Action

Communiquez les résultats au prestataire de soins de santé et aux autorités sanitaires publiques compétentes.

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

63

Caractéristiques de performance

12

Les performances analytiques et cliniques du TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit ont été évaluées en déterminant le seuil de détection (SDD) et en caractérisant l’impact des substances interférentes et la réactivité croisée, comme le décrivent les sections suivantes.

Seuil de détection (SDD)

L’étude de SDD a établi la plus faible concentration virale en SARS-CoV-2 (équivalents génomiques ou EG) pouvant être détectée par le TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit dans un type d’échantillon particulier au moins dans 95 % des cas. Des échantillons stockés obtenus par écouvillon nasopharyngé (EN) et lavage bronchoalvéolaire (LBA) ont été prélevés sur des patients aux États-Unis entre 2015 et

2019. Les échantillons EN et LBA ont été poolés, respectivement, dopés avec de l’ARN génomique viral purifié de SARS-CoV-2 à plusieurs concentrations, puis traités selon la méthode du kit. Une approche en trois phases a été utilisée pour déterminer le SDD pour chaque type d’échantillon. Dans les phases I et II, le SDD préliminaire a été établi et confirmé en phase III par le test de 20 répliques.

Tableau 7 Détermination du SDD avec LBA

Concentration

effective

10 EG/réaction

Réplique

ORF1ab N S MS2

1 29,9 29,1 28,5 23,1 Positif

2 30,1 29,3 29,7 24,0 Positif

3 30,0 29,7 29,3 24,0 Positif

4 30,3 29,7 29,1 23,8 Positif

5 30,2 29,6 29,6 23,7 Positif

6 30,3 29,3 29,7 23,5 Positif

7 29,9 29,6 32,8 23,4 Positif

8 30,2 29,8 29,2 23,8 Positif

9 30,1 29,4 28,6 23,8 Positif

10 30,1 29,4 29,1 24,0 Positif

11 29,8 29,5 29,4 24,3 Positif

Ct moyenne

Interprétation

% positif

100 %

12 30,1 29,7 29,1 24,6 Positif

13 30,7 30,1 28,4 25,1 Positif

64

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 12 Caractéristiques de performance

Tableau

7

Détermination

du

SDD

avec

LBA (suite)

12

Seuil de détection (SDD)

Concentration

effective

Réplique

ORF1ab N S MS2

14 30,4 29,8 29,1 24,8 Positif

Ct moyenne

15 30,2 29,8 29,7 24,9 Positif

16 30,3 29,8 29,4 24,6 Positif

10 EG/réaction

Tableau 8 Détermination du SDD avec échantillons nasopharyngés

Concentration

effective

10 EG/réaction

17 30,4 30,0 31,5 24,7 Positif

18 30,4 30,1 29,3 24,9 Positif

19 30,9 29,7 29,2 25,4 Positif

20 30,3 29,9 29,4 25,7 Positif

Réplique

ORF1ab N S MS2

1 30,0 28,9 35,7 25,7 Positif

2 30,6 28,9 33,6 25,8 Positif

3 30,2 28,8 32,0 25,8 Positif

4 30,4 28,7 34,2 25,7 Positif

5 30,5 29,0 31,4 25,8 Positif

6 31,0 29,3 36,6 26,0 Positif

7 30,3 29,2 31,1 25,8 Positif

8 31,1 29,2 31,8 26,5 Positif

9 30,5 28,9 33,0 26,2 Positif

Ct moyenne

Interprétation

% positif

100 %

Interprétation

% positif

100 %

10 30,3 28,8 34,7 26,8 Positif

11 30,5 29,8 38,7 27,4 Positif

12 31,6 29,7 35,0 27,6 Positif

13 30,7 29,3 36,4 27,4 Positif

14 31,6 28,8 31,3 27,2 Positif

15 31,0 29,3 36,0 27,0 Positif

16 30,5 29,1 35,7 27,0 Positif

17 30,7 29,4 34,8 27,4 Positif

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

65

Tableau

8

Détermination

du

SDD

avec

échantillons

nasopharyngés

(suite)

12

Chapitre 12 Caractéristiques de performance

Réactivité (Inclusivité)

Concentration

effective

Réplique

ORF1ab N S MS2

18 30,7 29,3 34,6 27,5 Positif

Ct moyenne

10 EG/réaction

20 30,4 29,2 32,7 28,4 Positif

Tableau 9 Résultats de SDD

Les études de SDD ont été effectuées par extraction de 400 μL de chaque échantillon, suivie d’une élution dans 50 μL. Ensuite, 5 μL d’éluat ont été ajoutés à la réaction RT-PCR. Le SDD de 10 EG/réaction est calculé à partir d’une concentration initiale de 250 EG/ml d’échantillon.

Type d’échantillon Seuil de détection (EG/réaction)

Lavage bronchoalvéolaire 10 EG/réaction

Écouvillon nasopharyngé 10 EG/réaction

Interprétation

% positif

100 % 19 31,0 29,3 35,9 28,7 Positif

Réactivité (Inclusivité)

L’analyse in silico a été mise à jour le 4 janvier 2021, à l’aide de 309 591 génomes séquencés dans les bases de données GISAID et NCBI GenBank, qui comprennent des cas de variants émergents du SARS-CoV-2 qui font l’objet d’une surveillance mondiale. Sur la base de l’analyse BLAST, le TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit présente une homologie de 100 % avec 96,2 % des souches/d’isolats SARS-CoV-2 connus dans GISAID et 99,8 % des souches/d’isolats connus dans NCBI GenBank. L’alignement était considéré comme réussi pour un isolat donné si au moins deux des trois cibles (ORF1ab, gène S et gène N) présentaient une identité de 100 %.

Substances interférentes

Les échantillons obtenus par lavage bronchoalvéolaire et écouvillon nasopharyngé négatifs au SARS‑CoV‑2 poolés ont été dopés avec de l’ARN viral de SARS‑CoV‑2 à 3 fois le seuil de détection (30 EG/réaction) et avec des substances potentiellement interférentes aux concentrations ci‑dessus. Chaque substance a été testée en faisant l’objet de trois extractions. Les résultats sont présentés dans le Tableau 10 en page 67.

Les échantillons obtenus par lavage bronchoalvéolaire et écouvillon nasopharyngé négatifs au SARSCoV-2 poolés ont été dopés avec des substances potentiellement interférentes aux concentrations ci-dessus. Chaque substance a été testée en faisant l’objet de trois extractions. Aucun faux positif n’a été observé pour toutes les substances aux concentrations testées.

66

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

TaqPath

Tableau 10 Substances interférentes

™

COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice

Substances interférentes

Aucun S.o.

Concentration finale

dans l’échantillon

Échantillons LBA

positifs

[1]

100 %

Concordance avec les résultats attendus

Échantillons EN

positifs

Échantillons LBA

négatifs

100 % 100 % 100 %

Échantillons EN

négatifs

Mucine : glande sous-maxillaire

0,1 mg/ml 100 %

de bœuf, type I-S

Sang (humain) 1 % v/v 100 %

Gouttes ou pulvérisateurs

10 % v/v 100 %

nasaux : Nasacort™

Corticostéroïdes par voie

5 µg/ml

100 %

nasale : Dymista™

NeilMed™ Nasogel™ 1 % p/v

Influenza A H1N1 Brisbane/59/07

Pastilles pour la gorge,

1 × 105 DICT50/ml

1 % p/v 100 %

100 %

anesthésiques et analgésiques oraux : Chloraseptic™

Phosphate d’oseltamivir 33 µg/ml

Pommade nasale

5 µg/ml

100 %

antibiotique : Bactroban™

Antibactérien, systémique :

0,6 mg/ml

100 %

tobramycine

[2]

[3]

[4]

[2]

[3]

100 % 100 % 100 %

[4]

100 %

100 % 100 %

100 % 100 % 100 %

Chapitre 12 Caractéristiques de performance

[2]

100 % 100 % 100 %

Substances interférentes

Médicament homéopathique de

10% v/v 100 % 100 % 100 % 100 % soulagement des allergies : Similasan™ Nasal

[1]

Deux réplicats sur six ont donné un Ct >37 ou indéterminé pour le gène S, mais tous les réplicats ont été désignés positifs sur la base de l’algorithme d’interprétation.

[2]

Deux réplicats sur trois ont donné un Ct >37 ou indéterminé pour le gène S, mais tous les réplicats ont été désignés positifs sur la base de l’algorithme d’interprétation.

[3]

Les trois réplicats ont tous donné un Ct >37 ou indéterminé pour le gène S, mais ont été désignés positifs sur la base de l’algorithme d’interprétation.

[4]

67

Un réplicat sur trois a donné un Ct >37 ou indéterminé pour le gène S, mais tous les réplicats ont été désignés positifs sur la base de l’algorithme d’interprétation

12

Chapitre 12 Caractéristiques de performance

Réactivité croisée

L’analyse in silico des quarante-trois (43) organismes suivants a été effectuée.

Tableau 11 Organismes utilisés pour l’analyse de réactivité croisée in silico

Coronavirus humain 229E Rhinovirus/Entérovirus

Coronavirus humain OC43 Paréchovirus

Coronavirus humain HKU1 Candida albicans

Coronavirus humain NL63 Corynebacterium diphtheriae

SARS-coronavirus Legionella (non pneumophile)

MERS-coronavirus Bacillus anthracis (anthrax)

Adénovirus Moraxella catarrhalis

Métapneumovirus humain (hMPV) Neisseria elongata et Neisseria meningitidis

Parainfluenza 1 Pseudomonas aeruginosa

Parainfluenza 2 Staphylococcus epidermidis

Parainfluenza 3 Streptococcus salivarius

Parainfluenza 4 Leptospira sp.

Influenza A Chlamydophila pneumoniae

Influenza B Chlamydophila psittaci

Influenza C Coxiella burnetii (fièvre Q)

Entérovirus Staphylococcus aureus

Virus respiratoire syncytial A Haemophilus influenzae

Virus respiratoire syncytial B Legionella pneumophila

Bordetella pertussis Mycobacterium tuberculosis

Mycoplasma pneumoniae Streptococcus pneumoniae

Pneumocystis jirovecii (PJP) Streptococcus pyogenes

Parmi les organismes testés, Neisseria elongata a présenté une homologie pour les amorces sens et anti-sens et la sonde pour le gène N. L’amorce sens a présenté une homologie ≥80 % tandis que l’amorce anti-sens et la sonde présentaient une homologie de 36 %. Parce que l’amorce anti-sens du gène N et la sonde présentent une faible homologie, le risque d’amplification non spécifique est faible.

L’analyse BLAST a présenté une homologie ≥80 % pour un composant de l’analyse (amorce sens, amorce anti-sens ou sonde) pour les isolats sélectionnés. Malgré une homologie ≥80 % d’un composant d’analyse pour les isolats sélectionnés, l’amplification prévue n’a pas lieu car l’hybridation des trois composants d’analyse est nécessaire pour générer un signal. Nous avons également trouvé

68

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 12 Caractéristiques de performance

12

Évaluation clinique

plusieurs instances où différents composants d’analyse présentaient une homologie ≥80 % avec différents isolats de la même espèce. Par exemple, la souche Bacillus anthracis AFS029987 présentait une homologie ≥80 % avec l’amorce sens ORF1ab tandis que la souche MCCC 1A01412 présentait une homologie ≥80 % avec l’amorce anti-sens ORF1ab. Parce qu’il s’agit de deux organismes différents, l’amplification n’est pas susceptible de se produire. L’analyse in silico indique qu’une amplification importante de séquences non ciblées entraînant une réactivité croisée ou interférant potentiellement avec la détection du SARS-CoV-2 n’est pas susceptible de se produire.

Évaluation clinique

Une étude d’évaluation clinique a été réalisée pour évaluer les performances du TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit à l’aide d’échantillons d’écouvillon nasopharyngé (EN) et de lavage bronchoalvéolaire (LBA).

Au total, soixante (60) échantillons artificiellement positifs ont été testés :

•

30 échantillons artificiellement positifs d’écouvillon nasopharyngé (EN)

•

30 échantillons artificiellement positifs de lavage bronchoalvéolaire (LBA)

Les échantillons ont été manipulés en combinant des concentrations connues d’ARN génomique viral extrait du SARS-CoV-2, en fonction du SDD du produit, dans des matrices qui ont été déterminées comme négatives par le TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit avant d’ajouter de l’ARN.

Outre les échantillons artificiellement positifs, soixante (60) échantillons négatifs ont été testés :

•

30 échantillons négatifs d’écouvillon nasopharyngé (EN)

•

30 échantillons négatifs de lavage bronchoalvéolaire (LBA)

•

Tous les échantillons négatifs ont donné des résultats négatifs

Les résultats des échantillons positifs sont présentés dans les tableaux ci-dessous :

Tableau 12 Étude d’évaluation clinique du LBA

Concentration

finale d’ARN dans

l’échantillon

2x SDD

3x SDD

5x SDD 5/5 27,4 28,2 27,4

[1]

Deux échantillons ont initialement donné des résultats non concluants et ont été retestés. Les résultats étaient positifs après le

nouveau test. Les valeurs moyennes de Ct sont calculées à partir des résultats du test.

Nombre de positifs

[1]

20/20

5/5

[1]

Ct moyenne

Gène S. ORF1ab Gène N.

28,9 29,5 28,7

28,8 29,2 28,5

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

69

12

Chapitre 12 Caractéristiques de performance

Évaluation des performances cliniques

Tableau 13 Étude d’évaluation clinique d’EN

Concentration

finale d’ARN dans

l’échantillon

2x SDD

3x SDD 5/5 30,0 30,1 28,8

5x SDD 5/5 28,7 29,0 27,9

[1]

Un échantillon a initialement donné un résultat non concluant et a été retesté. Le résultat était positif après le nouveau test. Les

valeurs moyennes de Ct sont calculées à partir des résultats du test.

Nombre de positifs

[1]

20/20

Gène S. ORF1ab Gène N.

30,9 30,6 29,3

Évaluation des performances cliniques

Une étude clinique indépendante a été réalisée par MVZ Labor Dr Limbach & Kollegen GbR (Heidelberg, Allemagne), un laboratoire clinique accrédité ISO 15189 et ISO 17025 pour la performance des méthodes moléculaires (tests génétiques) et le séquençage génomique (DAkkS D-ML-13176-01-00), également autorisé pour les activités de diagnostic du COVID-19 en Allemagne.

Ct moyenne

Le protocole de l’étude a été examiné et approuvé par le Comité d’éthique de l’Association des médecins de Baden-Württemberg et exécuté conformément aux bonnes pratiques cliniques.

L’étude a été menée sur des échantillons prélevés dans les voies respiratoires supérieures rétrospectivement obtenus à partir d’échantillons cliniques restants de routine provenant de patients de tous âges, en Allemagne en février 2021. Tous les échantillons avaient été caractérisés en ce qui concerne la présence/l’absence du SARS-CoV-2 par le test CE-IVD RT-PCR de Roche (test Roche cobas® SARS-CoV-2).

Au total, 450 échantillons cliniques ont été testés dans l’étude. 175 échantillons ont été précédemment caractérisés comme positifs, et couvrant la plage dynamique des valeurs Ct du test en proportions égales (intervalle : Ct < 20, 20 ≤ Ct < 25 et Ct ≥ 30), et 275 échantillons cliniques ont été caractérisés comme négatifs. Les échantillons ont été testés en concomitance avec le comparateur et le TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit, dans une étude randomisée en aveugle.

Le test Roche cobas® SARS-CoV-2 a été utilisé comme comparateur.

Le séquençage NGS (instrument de séquençage NGS Illumina® avec l’EasySeq™ SARS-CoV-2 Whole Genome NGS Sequencing Kit) a été utilisé comme résolveur pour tout résultat discordant entre les deux tests RT-PCR CE-IVD.

Concordance, pourcentage de concordance positive (PCP) et pourcentage de concordance négative (PCN) :

Le pourcentage de concordance positive (PCP) et le pourcentage de concordance négative (PCN) et l’intervalle de confiance (IC) bilatéral à 95 % ont été calculés comme suit :

PCP = 100 % × (Nombre de résultats positifs par la méthode d’évaluation et son comparateur / Nombre de résultats positifs par le comparateur)

PCN = 100 % × (Nombre de résultats négatifs par la méthode d’évaluation et son comparateur / Nombre de négatifs par le comparateur)

70

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Chapitre 12 Caractéristiques de performance

12

Évaluation des performances cliniques

L’intervalle de confiance à 95 % a été déterminé à l’aide de la méthode de Clopper Pearson.

COVID-19 Comparateur : Test Roche cobas® SARS-CoV-2

TaqPath™ COVID-19 Kit

(CE-IVD)

Positif

Négatif 1 261 262

Total 172 274 446

Calculs de la concordance IC à 95 %

Pourcentage de concordance positive (PCP)

Pourcentage de concordance négative (PCN)

Positif

171 13 184

171/172 99,4 % 96,8 % – 100,0 %

261/274 95,3 % 92,0 % – 97,4 %

Négatif

Total

Quatre échantillons avec un seul gène cible comme positif par le test cobas® SARS-CoV-2 ont été considérés comme « non concluants » selon le protocole de l’étude et exclus du calcul de la concordance.

Tableau 14 Concordance entre le TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit et le comparateur

Le test TaqPath™ COVID-19 et le comparateur comprenaient quatorze (14) échantillons discordants, dont huit (8) n’ont pas pu être résolus par séquençage en raison d’une faible concentration d’ARN du SARS-CoV-2 dans les échantillons. Les six (6) échantillons discordants restants ont été résolus par séquençage, montrant la présence de SARS-CoV-2, conformément aux résultats de TaqPath™ COVID19.

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

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Valeurs limites de Ct pour les cibles

A

d’analyse

Le logiciel d’interprétation Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software utilise les valeurs limites de Ct suivantes pour les cibles d’analyse pendant l’interprétation des résultats.

Tableau 14 Valeurs limites de Ct pour l’analyse COVID-19

Échantillon ou contrôle Cible

Contrôle positif

Contrôle négatif

Échantillons cliniques

[1]

Si une cible virale est positive, la valeur Ct pour MS2 peut être >32.

MS2 Les valeurs Ct valides sont >37

Cibles virales Les valeurs Ct valides sont ≤37

MS2 Les valeurs Ct valides sont ≤32

Cibles virales Les valeurs Ct valides sont >37

MS2

Cibles virales Les valeurs Ct positives sont ≤37

Limite de Ct

Les valeurs Ct valides sont ≤32

[1]

72

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit Notice d’utilisation

Documentation et support

B

Documentation connexe

Document

Applied Biosystems™ 7500 Fast Dx Real‑Time PCR Instrument Reference Guide 4406991

Numéro de publication

Applied Biosystems™ 7300/7500/7500 Fast Real‐Time PCR System Installation and Maintenance Guide

QuantStudio™ 3 and 5 Real‑Time PCR Systems Installation, Use, and Maintenance Guide

Guide de l’utilisateur pour la maintenance et l’administration du QuantStudio™ 5 Dx Real‑Time PCR Instrument

QuantStudio™ 5 Dx TD Software – Guide de l’utilisateur 100061662

QuantStudio™ 5 Dx IVD Software Guide de l’utilisateur 100061671

QuantStudio™ 6 and 7 Flex Real-Time PCR Systems Maintenance and Administration Guide

QuantStudio™ 6 and 7 Flex Real-Time PCR Systems Quick Reference 4489826

QuantStudio™ Real‑Time PCR Software Getting Started Guide 4489822

Référence rapide d’installation du COVID‑19 Interpretive Software CE‑IVD Edition MAN0019319

TaqPath™ COVID-19 CE-IVD RT-PCR Kit avec salive Notice d’utilisation MAN0024936

4347828

MAN0010407

100061679

4489821

Assistance client et technique

Pour obtenir de la documentation et des informations supplémentaires sur ce kit, rendez-vous sur :

https://www.thermofisher.com/covid19ceivd

Pour obtenir des instructions de téléchargement pour le COVID‑19 Interpretive Software, voir “Obtenir l’Applied Biosystems™ COVID‑19 Interpretive Software” en page 60.

Reportez-vous au fichier Lisez-moi fourni avec le COVID‑19 Interpretive Software avant de contacter l’assistance pour le logiciel.

Rendez-vous sur : https://www.thermofisher.com/contactus pour obtenir des informations sur les services et l’assistance de ce kit, notamment :

•

Numéros de téléphone internationaux

•

Informations sur le support produit

•

Commandes et support web

TaqPath™ COVID‑19 CE‑IVD RT‑PCR Kit Notice d’utilisation

73

B

•

Documentation produit telle que :

–

Certificats d’analyse

–

Fiches de données de sécurité (FDS, également appelées MSDS)

Remarque : Pour les FDS des réactifs et des produits chimiques d’autres fabricants, contactez le fabricant.

Garantie limitée du produit

Life Technologies Corporation et ses filiales garantissent leurs produits selon les termes et conditions générales de ventes disponibles sur le site www.thermofisher.com/us/en/home/global/terms-and-

conditions.html. Si vous avez des questions, vous pouvez prendre contact avec Life Technologies à

l’adresse web suivante : www.thermofisher.com/support.

thermofisher.com/support | thermofisher.com/askaquestion

thermofisher.com

06 avril 2021

Annexe B Documentation et support

Garantie limitée du produit

ThermoFisher TaqPath User Manual

Specifications and Main Features

Frequently Asked Questions

User Manual